ZNAJDŹ LEKARZA

czwartek, 13 Grudzień 2018 Wersja beta
Zobacz:

Aktywność przeciwgrzybicza różnych leków dokanałowych w stosunku do Candida albicans – badanie ex vivo

Drobnoustroje są głównymi czynnikami etiologicznymi rozwoju stanów zapalnych miazgi i tkanek okołowierzchołkowych. Wykazano, że odsetek gojących się zmian okołowierzchołkowych jest większy w przypadku braku kontaminacji bakteryjnej czy zakażenia kanału korzeniowego [1]. Podstawowym celem leczenia kanałowego jest eradykacja mikroorganizmów z zakażonego systemu kanałów korzeniowych. Opracowanie chemomechaniczne usuwa większość mikroorganizmów, jednakże całkowite ich wyeliminowanie jest trudne z racji złożoności anatomicznej, stwarzającej ograniczenia w dostępie narzędzi i środków używanych do przepłukiwania do systemu kanałów korzeniowych [2].

Swego czasu coraz większe obawy budziła kwestia przetrwałego zapalenia tkanek okołowierzchołkowych, w którym biorą udział drobnoustroje oporne na rutynowe leki i nie udaje się powstrzymać infekcji mimo leczenia [3]. Z tego względu zapotrzebowanie na leki dokanałowe wzrasta zwłaszcza w tych przypadkach, gdzie infekcja jest oporna na typową terapię i nie uzyskuje się dobrego efektu leczenia endodontycznego. Lata badań mikrobiologicznych nad przetrwałymi zapaleniami tkanek okołowierzchołkowych wykazały, że Candida albicans są grzybami najpowszechniej spotykanymi, wykrywanymi w 7-18% tych infekcji [4]. C. albicans występują również jako normalna flora jamy ustnej, stąd ich obecność w zakażonym kanale korzeniowym jest bardzo korzystna [5-7].

C. albicans posiadają pewne czynniki wirulencji, mogące przyczyniać się do podtrzymywania przetrwałych stanów zapalnych tkanek okołowierzchołkowych. Tworzenie strzępek i tigmotropizm pozwalają C. albicans penetrować w głąb kanalików zębiny, a zdolność do zmian fenotypowych pomaga im przystosować się do trudnych warunków, jak silnie zasadowe środowisko [8]. Te czynniki czynią C. albicans opornymi na działanie wodorotlenku wapnia, który jest najpowszechniej używanym lekiem dokanałowym [9]. Ponadto w kanalikach zębiny substancje buforujące mogą utrudniać działanie wodorotlenku wapnia poprzez obniżanie pH [10, 11].

Biorąc pod uwagę możliwe ograniczenia stosowania wodorotlenku wapnia, wprowadzono różnorakie preparaty stosowane jako leki dokanałowe pomiędzy poszczególnymi wizytami. Leki te muszą penetrować w głąb kanalików zębiny, by zapewnić pełną eradykację drobnoustrojów z całego zakażonego systemu kanałów korzeniowych zęba.

Rys.1. Schematyczne przedstawienie przekroju poprzecznego zębiny kanału korzeniowego i doboru wielkości wiertła. Poszerzacze Peeso (Mani ®, UT, Japonia) nr 4 (śr. 1,3 mm) i nr 6 (śr. 1,7 mm) pozwalają uzyskać zeskrobiny zębiny z kanału korzeniowego o średnicy 0,9 mm na głębokości odpowiednio 0,2 mm (200 μm) i 0,4 mm (400 μm).

Rys.1. Schematyczne przedstawienie przekroju poprzecznego zębiny kanału korzeniowego i doboru wielkości
wiertła. Poszerzacze Peeso (Mani ®, UT, Japonia) nr 4 (śr. 1,3 mm) i nr 6 (śr. 1,7 mm) pozwalają uzyskać
zeskrobiny zębiny z kanału korzeniowego o średnicy 0,9 mm na głębokości odpowiednio 0,2 mm (200 μm) i 0,4 mm (400 μm).

Chlorheksydyna (CHX) jest powszechnie używana w endodoncji jako środek do przepłukiwania i lek dokanałowy. Wykazuje ona dość szeroki zakres aktywności przeciwko drobnoustrojom tlenowym i beztlenowym, w tym również drożdżakom. Działa przez uwalnianie cząsteczek o ładunku dodatnim, które penetrują do komórki drobnoustroju, zabijając ją [10]. Chlorheksydyna, zwłaszcza w stężeniu 2% w postaci żelu, wykazała się wysoką skutecznością przeciw C. albicans w porównaniu z wodorotlenkiem wapnia [12].

Hoshino i wsp. wprowadzili do użytku trójskładnikową pastę antybiotykową (TAP), stanowiącą mieszankę cyprofloksacyny, metronidazolu i minocykliny. Badania wykazały, że miejscowa aplikacja tej pasty dezynfekuje uszkodzenia zębiny i sprzyja rekalcyfikacji rozmiękłej zębiny [13-15]. Doniesiono, iż powyższe połączenie antybiotyków jest w stanie penetrować do kanalików zębiny i eliminować drobnoustroje beztlenowe, Gram-dodatnie i Gram-ujemne [16,17].

Propolis, silnie adhezyjny, żywiczny związek chemiczny wytwarzany przez pszczoły miodne (Apis mellifera L.), posiada aktywność przeciwbakteryjną i używany jest w leczeniu chorób bakteryjnych, grzybiczych i zapalnych [18]. Główne składniki chemiczne propolisu to flawonoidy, fenole i różne związki aromatyczne. Flawonoidy są dobrze znanymi związkami chemicznymi pochodzenia roślinnego, mającymi właściwości antyoksydacyjne, przeciwbakteryjne, przeciwgrzybicze, przeciwwirusowe i przeciwzapalne [19, 20]. Propolis jest dobrze znany z aktywności przeciwgrzybiczej przeciwko C. albicans [21-26]. Jednakże jego działanie przeciw C. albicans w kanalikach zębiny nie było dotąd wnikliwie badane.

Celem publikowanego badania ex vivo była ocena i porównanie skuteczności przeciwgrzybiczej propolisu, trójskładnikowej pasty antybiotykowej, 2-proc. chlorheksydyny w postaci żelu oraz wodorotlenku wapnia z glikolem propylenowym w stosunku do C. albicans.

Metody

Protokół badawczy został zatwierdzony przez Komisję Badań Naukowych i Etyki Międzynarodowego Uniwersytetu Medycznego. Metoda, którą się posłużono, stanowiła modyfikację wcześniej opisanej [27].

Drobnoustrój

Wykorzystano świeżą (24 h) kulturę C. albicans na agarze i bulionie SD (Sabourauda z dekstrozą, BD Difco™, USA).

Próbki zębiny

Wybrano 90 świeżo usuniętych, zdrowych ludzkich zębów z zakończonym rozwojem korzeni. Zęby oczyszczono kiretami z resztek ozębnej i kości, i przechowywano w soli fizjologicznej. Następnie za pomocą wolnoobrotowej frezarki i tarczy z diamentowym brzegiem (Bredent®, Niemcy) z chłodzeniem wodnym przecięto je poniżej granicy szkliwa i cementu korzeniowego oraz nad wierzchołkiem korzenia, uzyskując próbki długości 6 mm ze środkowej 1/3 korzenia. Cement korzeniowy usunięto za pomocą długich cylindrycznych wierteł diamentowych osadzonych w szybkoobrotowej kątnicy (Kavo®, USA) z chłodzeniem wodnym, uzyskując bloczki zębiny. Do wystandaryzowania wewnętrznej średnicy (0,9 mm) kanałów korzeniowych użyto poszerzacza Peeso Reamer rozmiar 2 (Mani®, Japonia), osadzonego w wolnoobrotowej kątnicy (Kavo, USA). Bloczki zębiny poddano przepłukiwaniu przez 1 minutę z użyciem ultradźwięków (EndoActivator, Dentsply, Wielka Brytania), najpierw 5,25-proc. podchlorynem sodu (Clorox®, USA), później 17-proc. EDTA (Calasept®, Nordiska Dental, Szwecja), starannie przemywając jałową solą fizjologiczną po każdym przepłukaniu. Następnie wyjaławiano je w autoklawie (LTE®, Wielka Brytania) przez 20 minut w 121°C.

Zewnętrzne powierzchnie próbek pokryto lakierem do paznokci, by zabezpieczyć je przed kontaktem z drobnoustrojami i lekami od zewnątrz. Przygotowano dziesięć płytek Petriego, wypełnionych woskiem, o płaskiej powierzchni, a przed użyciem wyjałowiono 70-proc. etanolem i osuszono powietrzem w komorze bezpieczeństwa biologicznego. Bloczki zębiny ustawiono w pozycji pionowej, umieszczając odcinki przywierzchołkowe w płytkach Petriego z woskiem, zabezpieczając otwory wierzchołkowe cienkim kwadratowym skrawkiem sterylnego plastiku, by uniemożliwić dostanie się wosku do kanałów.

Zakażenie bloczków zębiny C. albicans

Z C. albicans sporządzono zawiesinę w 20,0 ml bulionu SD, dostosowując mętność roztworu do wartości 1,5 × 10 ml-1 CFU (odpowiednik wartości 0,5 wg standardu McFarlanda) [8]. Zawiesinę wprowadzano do bloczków zębiny za pomocą jałowych strzykawek 5,0 ml (Terumo®, USA) z igłami 30G (Terumo, USA) w warunkach sterylnych z laminarnym przepływem powietrza, przykoronowe części bloczków natychmiast zapieczętowano Parafilmem (Parafilm M®, Niemcy). Następnie próbki inkubowano w 37°C przez 21 dni, odnawiając zawiesinę C. albicans co 3 dni.

Wprowadzenie leków dokanałowych

Po okresie inkubacji kanały korzeniowe próbek przepłukano sterylną solą fizjologiczną i osuszono sterylnymi ćwiekami papierowymi. 90 bloczków podzielono na 5 grup, w których do kanałów korzeniowych zaaplikowano następujące leki:

• Gr. I (20 pr.): 95-proc. propolis (Stakich, USA) zmieszany z solą fizjologiczną w stosunku 1,5 : 1 (waga/obj.) do konsystencji pasty.

• Gr. II (20 pr.): takie same ilości wagowe (1 : 1 : 1) sproszkowanego metronidazolu (UPL, Indie), cyprofloksacyny (Apex Pharmacy, Malezja) i minocykliny (YSP, Malezja) zmieszane z solą fizjologiczną w stosunku 1,5 : 1 (waga/obj.) do konsystencji pasty.

• Gr. III (20 pr.): żel z 2-proc. chlorheksydyną (Consepsis V®, Ultradent, USA).

• Gr. IV (20 pr.): nieprzetworzony Ca(OH)2 (Produits Dentaires SA, Szwajcaria) zmieszany z glikolem propylenowym w stosunku 1,5 : 1 (waga/obj.) do konsystencji pasty.

• Gr. V (10 pr.): jałowa sól fizjologiczna jako grupa kontrolna, dostarczająca bazowych danych w aspekcie namnażania się drożdżaków z upływem czasu.

Ponadto każda grupa została podzielona na dwie podgrupy (I – A1 i A2, II – B1 i B2, III – C1 i C2, IV – D1 i D2, V – E1 i E2) zgodnie z czasem trwania doświadczenia.

Leki dokanałowe zaaplikowano do kanałów korzeniowych za pomocą sterylnej strzykawki 5,0 ml (Terumo®, USA) i igieł do wprowadzania żelu wytrawiającego (Kerr®, USA), całkowicie napełniając kanały. Następnie przykoronowe ujścia kanałów zapieczętowano Parafilmem (Parafilm M®, Niemcy). Bloczki przechowywano w 37°C zgodnie z czasem trwania doświadczenia (1 i 7 dni).

Pobieranie zeskrobin zębiny

Pod koniec okresów trwania doświadczenia (1 dzień dla podgrup A1, B1, C1, D1 i E1; 7 dni dla A2, B2, C2, D2 i E2) bloczki zębiny usunięto z płytek Petriego. Kanały korzeniowe przepłukano jałową solą fizjologiczną, a ściany kanału oczyszczono narzędziami ultradźwiękowymi, by zapewnić całkowite usunięcie leku, i osuszono sterylnymi ćwiekami papierowymi.

Zeskrobiny zębiny pobrano za pomocą poszerzaczy Peeso Reamer (Mani®, Japonia) nr 4 (śr. 1,3 mm), a następnie nr 6 (śr. 1,7 mm) osadzonych w kątnicy wolnoobrotowej (Kavo®, USA). Wykorzystywane rozmiary poszerzaczy pozwalają uzyskać zeskrobiny zębiny z głębokości 200 μm i 400 μm (rys. 1). Zeskrobiny natychmiast przeniesiono do mikrowirówki (Axygen®, Corning, USA), do probówek zawierających 1,0 ml jałowego bulionu SD.

Ocena aktywności przeciwgrzybiczej

0,1 ml bulionu zawierającego zeskrobiny zębiny przeniesiono sterylną ezą do innej probówki zawierającej 0,9 ml jałowego bulionu SD. Zawartość każdej probówki poddano seryjnemu rozcieńczeniu od 10-1 do 10-7. 300 μl rozcieńczonej zawiesiny zeskrobin rozprowadzono równomiernie na pożywce za pomocą bagietki szklanej w kształcie litery L, wykonując tę czynność trzykrotnie w trzech egzemplarzach. Płytki inkubowano przez 24 godziny w 37°C, następnie zliczono kolonie, a odczyty naniesiono w tabeli.

Analiza statystyczna

Posłużono się oprogramowaniem SPSS wersja 18.0 (SPSS Inc., USA). Uzyskane wartości zanalizowano, używając testów nieparametrycznych Kruskala-Wallisa i U. Manna-Whitneya dla porównania średniej redukcji liczebności drożdżaków pomiędzy poszczególnymi grupami. Za wartości statystycznie znamienne przyjęto p < 0,05.

Wyniki

W grupie kontrolnej wykazano obecność żywotnych komórek C. albicans po upływie obu przedziałów czasowych, potwierdzając trafność metody.

Nieparametryczny test Kruskala-Wallisa wykazał znamienne różnice pomiędzy lekami dokanałowymi a solą fizjologiczną przy każdym czasie trwania doświadczenia i na obu głębokościach (tab. 1).

Tab. 2 pokazuje medianę i odsetkową różnicę w liczbie CFU pomiędzy różnymi lekami dokanałowymi. Gdy wyniki porównano z wynikami z nieleczonej grupy kontrolnej (jałowa sól fizjologiczna), wartość p mogła być przypisana bezpośrednio skuteczności testowanych leków.

Redukcja wzrostu grzybów na głębokości kanalików zębiny 200 μm

Po 1 dniu wszystkie leki spowodowały wysoce znamienną redukcję wzrostu grzybów (p < 0,005) w stosunku do kontroli (jałowa sól fizjologiczna). Gdy porównano ze sobą poszczególne leki, CHX wykazała najlepszą aktywność przeciwgrzybiczą (p < 0,005), następny był Ca(OH)2 z glikolem propylenowym, znamiennie skuteczniejszy od propolisu (p < 0,005), a bez znamiennej przewagi nad TAP (p > 0,05). Pomiędzy TAP i propolisem nie było znamiennej różnicy (p > 0,05) [rys. 2].

Po 7 dniach wszystkie leki spowodowały wysoce znamienną redukcję wzrostu grzybów (p < 0,005) w stosunku do kontroli (jałowa sól fizjologiczna). Gdy porównano ze sobą poszczególne leki, CHX wykazała wysoce znamienną przewagę tylko nad propolisem (p < 0,005), bez znamiennych różnic w stosunku do Ca(OH)2 z glikolem propylenowym i TAP. Ca(OH)2 z glikolem propylenowym wykazał znamienną przewagę nad propolisem (p < 0,05), a brak znamiennej przewagi nad TAP (p > 0,05).

TAP również wykazała wysoce znamienną przewagę nad propolisem (p < 0,005) [rys. 2).

Redukcja wzrostu grzybów na głębokości kanalików zębiny 400 μm

Po 1 dniu wysoce znamienną redukcję wzrostu grzybów (p < 0,005) w porównaniu z kontrolą (jałowa sól fizjologiczna) spowodowały wszystkie leki za wyjątkiem propolisu (p > 0,05). Gdy porównano ze sobą poszczególne leki, CHX okazała się skuteczniejsza od każdego z pozostałych preparatów (p < 0,005). Ca(OH)2 z glikolem propylenowym wykazał znamienną przewagę nad TAP (p < 0,05), a wysoce znamienną nad propolisem (p < 0,005). TAP była znamiennie skuteczniejsza od propolisu (p < 0,05) [rys. 3].

 Tab 1 Tab 2

Po 7 dniach wszystkie leki spowodowały wysoce znamienną redukcję wzrostu grzybów (p < 0,005) w stosunku do kontroli (jałowa sól fizjologiczna). Gdy porównano ze sobą poszczególne leki, CHX wykazała wysoce znamienną przewagę nad TAP i propolisem (p < 0,005), bez znamiennych różnic w stosunku do Ca(OH)2 z glikolem propylenowym. Ca(OH)2 z glikolem propylenowym i TAP wykazały wysoce znamienną przewagę nad propolisem (p < 0,005), a brak znamiennej różnicy pomiędzy sobą (p > 0,05) [rys. 3).

Dyskusja

Zastosowanie biologicznie kompatybilnych leków dokanałowych o właściwościach przeciwdrobnoustrojowych może pomiędzy kolejnymi wizytami wyeliminować drobnoustroje z systemu kanałów korzeniowych zęba i znacznie zwiększyć szanse na powodzenie leczenia kanałowego [28]. W celu oceny skuteczności dezynfekcji kanalików zębiny przez leki dokanałowe powstał model in vitro opracowany przez Haapasalo i Orstavika [27]. W publikowanym badaniu model ten został zmieniony przez wprowadzenie próbek naturalnych ludzkich zębów, tym samym stwarzając doskonalszą symulację sytuacji klinicznej. Przecięcie zęba i ukształtowanie kanału do standardu 6,0 mm długości i 0,9 mm średnicy zapewniało umieszczenie w nim jednakowej objętości zawiesiny grzybów i leków dokanałowych. Ponadto dokonano analizy ilościowej zawartości drożdżaków w kanalikach zębiny, by ocenić redukcję ich wzrostu (w CFU) w zakażonej zębinie po zastosowaniu leków dokanałowych. C. albicans wybrano dlatego, że mikroorganizm ten wykrywany jest w 7-18% przypadków przetrwałych okołowierzchołkowych zmian zapalnych [4].

W przeprowadzonym badaniu żel z 2-proc. chlorheksydyną skutecznie hamował wzrost C. albicans w kanalikach zębiny na głębokości 200 μm i 400 μm po 1 i 7 dniach, a redukcja ta była statystycznie znamienna. Możliwy powód tego mógł być taki, że stężenie 2% i postać żelu pozwalają utrzymywać substancję czynną (CHX) w bezpośredniej bliskości ściany kanału korzeniowego zęba, a zatem i kanalików zębiny [29, 30]. Naturalne właściwości CHX powodują, że środek ten zapobiega reinfekcji przez przynajmniej 12 tygodni [31, 32]. Wyniki publikowanego badania przypominały uzyskane przez Vaghela i wsp., którzy wykazali, że CHX ma największą aktywność przeciwgrzybiczą na głębokości 200 μm i 400 μm[12]. Jednak należy ją stosować ostrożnie, jeżeli wcześniej przepłukiwano kanał korzeniowy roztworem podchlorynu sodu (NaOCl), bowiem reakcja pomiędzy tymi substancjami prowadzi do wytrącenia się pomarańczowo-brązowego osadu, który tworzy warstwę pokrywającą kanaliki zębiny i może interferować ze szczelnością wypełnienia kanału korzeniowego oraz działać cytotoksycznie na tkanki okołowierzchołkowe. Inne ograniczenie to cytotoksyczny wpływ na żywe tkanki przez dłuższy okres, co opisano w piśmiennictwie [33]. Dlatego przed zastosowaniem CHX jako leku dokanałowego niezbędne jest staranne przepłukanie kanału korzeniowego.

Grzybobójczy efekt propolisu był statystycznie znamienny pod względem eradykacji C. albicans na głębokości kanalików zębiny 200 μm po 1 dniu i na obu głębokościach po 7 dniach, natomiast nie było znamienności statystycznej na głębokości 400 μm po 1 dniu. Powodem tego mogło być wolniejsze tempo penetracji propolisu do kanalików zębiny. Właściwości dyfuzyjne leków można poprawić przez dodawanie nośników, takich jak glikol propylenowy. Propolis zawdzięcza swe przeciwgrzybicze działanie flawonoidom i kwasom fenolowym, które interferują z sulfhydrylowymi składnikami ściany komórkowej. Prowadzi to do zaburzenia integralności ściany komórkowej drożdżaków, skutkując oddzieleniem się ściany komórkowej, redukcją form kiełkujących i długości strzępek, a w ostatecznym efekcie nie dopuszcza do tworzenia się grzybni i podziałów komórkowych [22, 23]. Co więcej, przeciwzapalne i antyoksydacyjne właściwości propolisu mogą sprzyjać gojeniu się zmian okołowierzchołkowych. Jednakże stosowania propolisu należy unikać u pacjentów uczulonych na pyłki roślin [34].

Wodorotlenek wapnia z glikolem propylenowym spowodował statystycznie znamienne zahamowanie wzrostu C. albicans na głębokości kanalików zębiny 200 μm i 400 μm zarówno po 1 dniu, jak i 7 dniach. Wodorotlenek wapnia działa przez uwalnianie jonów hydroksylowych, powodując powstanie silnie zasadowego środowiska, w którym mikroorganizmy nie mogą przetrwać. Prowadzi to do chemicznego uszkodzenia błony cytoplazmatycznej drobnoustrojów, osłabia aktywność enzymatyczną i zaburza metabolizm komórkowy [8]. Wodorotlenek wapnia jest najczęściej używanym lekiem dokanałowym, zwłaszcza w zębach ze zmianami okołowierzchołkowymi. Ma on pewne korzystne właściwości, jak działanie przeciwbakteryjne, kompatybilność tkankową, zdolność indukowania mineralizacji tkanek, inaktywacji endotoksyn bakteryjnych i promowania naprawy tkanek. Jednakże stwierdzano, że C. albicans są na ten środek oporne [7]. W publikowanej pracy wodorotlenek wapnia okazał się skuteczny prawdopodobnie z powodu dodania nośnika w postaci glikolu propylenowego, który wydłuża okres uwalniania jonów hydroksylowych i zwiększa zdolność dyfuzji wodorotlenku wapnia do kanalików zębiny [35]. Wynik naszego badania był podobny jak w pracy Vaghela i wsp., którzy wykazali, że wodorotlenek wapnia z glikolem propylenowym cechował się wysoką aktywnością przeciwgrzybiczą na głębokości 200 μm i 400 μm [10]. Jednakże przy swoim wysokim pH wodorotlenek wapnia może powodować martwicę otaczającej tkanki, a długotrwałe jego stosowanie może zwiększać kruchość zębiny korzeniowej, co z kolei podnosi ryzyko złamań korzenia w przyszłości [36].

 

Trójskładnikowa pasta antybiotykowa (TAP) powodowała statystycznie znamienne zahamowanie wzrostu C. albicans na głębokości kanalików zębiny 200 μm i 400 μm zarówno po 1 dniu, jak i 7 dniach. TAP zawiera minocyklinę, hamującą syntezę białek na powierzchni rybosomów, co może odpowiadać za efekt przeciwgrzybiczy, oraz metronidazol i cyprofloksacynę, które mogą stymulować produkcję macierzy pozakomórkowej i kolagenu przez fibroblasty, wzmacniając otaczające struktury [16, 37]. TAP może penetrować do kanalików zębiny, okazała się ona skuteczna przeciwko wszystkim mikroorganizmom beztlenowym, Gram-dodatnim i Gram-ujemnym [15]. TAP promuje gojenie i procesy naprawy tkanek okołowierzchołkowych poprzez utworzenie aseptycznego środowiska, przyspiesza również funkcjonalny rozwój kompleksu miazga – zębina [38]. Jednakże należy zachować ostrożność przy jej stosowaniu u pacjentów uczulonych na tetracyklinę, a także w zębach przednich, w których minocyklina może powodować przebarwienia [36].

Wnioski

Propolis był mniej skuteczny przeciwko C. albicans niż trójskładnikowa pasta antybiotykowa, żel z 2-proc. chlorheksydyną i wodorotlenek wapnia z glikolem propylenowym po 1 dniu na głębokości kanalików zębiny 400 μm, ale tak samo skuteczny po 7 dniach na obu głębokościach.

Konflikt interesów

Autorzy oświadczają, że nie zachodzi żaden konflikt interesów.

Udział autorów

E.G.C. przeprowadzał wszystkie procedury i analizę danych oraz sporządził szkic pracy. A. Parolia zaprojektował badanie, brał udział w „stomatologicznej” części procedur i w krytycznym przeglądzie pracy. P.A. nadzorowała przebieg pracy. A. Pau współuczestniczył w analizie danych i redagowaniu pracy. F.D.A. brał udział w mikrobiologicznej części badania oraz projektowaniu i redagowaniu pracy. Wszyscy autorzy przeczytali i zatwierdzili ostateczną wersję pracy.

Podziękowania

Badanie otrzymało zgodę i wsparcie finansowe Komisji Badań Naukowych i Etyki Międzynarodowego Uniwersytetu Medycznego. (Grant nr I01 BDS/2009 (01) 2012). Autorzy pragną podziękować dr. Ankurowi Barua z Międzynarodowego Uniwersytetu Medycznego (Malezja) za jego udział w analizie danych i uściślaniu wyników.

Tłumaczenie
lek. med. Dorota Tukaj
„BMC Oral Health” 2014, 14:53

 

Piśmiennictwo:

1. Sjogren U., Figdor D., Persson S., Sundqvist G.: Influence of infection at the time of root filling on the outcome of endodontic treatment of teeth with apical periodontitis. „Int Endod J” 1997, 30:297-306.

2. Orstavik D.: Root canal disinfection: a review of concepts and recent developments. „Aust Endod J” 2003, 29:70-74.

3. Waltimo T.M., Sirén E.K., Torkko H.L. i wsp.: Fungi in therapy-resistant apical periodontitis. „Int Endod J” 1997, 30:96-101.

4. Waltimo T.M., Haapasalo M., Zehnder M., Meyer J.: Clinical aspects related to endodontic yeast infections. „Endod Topics” 2004, 9:66-78.

5. Najzar-Fleger D., Filipovic D., Prpic G., Kobler D.: Candida in root canal in accordance with oral ecology. „Int Endod J” 1992, 25:40.

6. Zhang S., Wang Q.Q., Zhang C.F., Soo I.: Identification of dominant pathogens in periapical lesions associated with persistent apical periodontitis. „Chin J Dent Res” 2010, 13:115-121.

7. Kovac J., Kovac D., Slobodnikova L., Kotulova D.: Enterococcuss faecalis and Candida albicans in the dental root canal and periapical infections. „Bratisl Lek Listy” 2013, 114:716-720.

8. Waltimo T.M., Sen B.H., Meurman J.H. i wsp.: Yeasts in apical periodontitis. „Crit Rev Oral Biol Med” 2003, 14:128-137.

9. Waltimo T.M., Sirén E.K., Ørstavik D., Haapasalo M.P.: Susceptibility of oral Candida species to calcium hydroxide in vitro. „Int Endod J” 1999, 32:94-98.

10. Athanassiadis B., Abbott P.V., Walsh L.J.: The use of calcium hydroxide, antibiotics and biocides as antimicrobial medicaments in endodontics. „Aust Dent J” 2007, 52(1 Suppl):S64-S82.

11. Siqueira J.F. Jr, Lopes H.P.: Mechanisms of antimicrobial activity of calcium hydroxide: a critical review. „Int Endod” J 1999, 32:361-369.

12. Vaghela D.J., Kandaswamy D., Venkateshbabu N. i wsp.: Disinfection of dentinal tubules with two different formulations of calcium hydroxide as compared to 2% chlorhexidine: As intracanal medicament against Enterococcus faecalis and Candida albicans. An in vitro study. „J Conserv Dent” 2011, 14:182-186.

13. Sato T., Hoshino E., Uematsu H., Noda T.: In vitro antimicrobial susceptibility to combination of drugs of bacteria from carious and endodontic lesions of human deciduous teeth. „Oral Microbiol Immunol” 1993, 8:172-176.

14. Hoshino E.: Sterilization of carious lesions by drugs. „J Jpn Assoc Dent Sci” 1990, 9:32-37.

15. Hoshino E., Kota K., Iwaku M.: Sterilization of carious lesions by antibacterial drugs. New attempt to conserve pulp. The basic approach. „Dent Outlook” 1990, 75:1379-1386.

16. Windley W. 3rd, Teixeira F., Levin L. i wsp.: Disinfection of immature teeth with a triple antibiotic paste. „J Endod” 2005, 31:439-443.

17. Sato I., Ando-Kurihara N., Kota K. i wsp.: Sterilization of infected root-canal dentine by topical application of a mixture of ciprofloxacin, metronidazole and minocycline in situ. „Int Endod J” 1996, 29:118-124.

18. Burdock G.A.: Review of the biological properties and toxicity of bee propolis. „Food Chem Toxicol” 1998, 36:347-363.

19. Ghisalberti E.L.: Propolis: a review. „Bee World” 1979, 60:59-84.

20. Gopikrishna V., Baweja P.S., Venkateshbabu N. i wsp.: Comparison of coconut water, propolis, HBSS, and milk on PDL cell survival. „J Endod” 2008, 34:587-589.

21. Holderma E., Kedzia B.: Investigations upon combined action of propolis and antimycotic drugs on Candida albicans. „Herba Pol” 1987, 33:145-151.

22. Ota C., Unterkircher C., Fantinato V., Shimizu M.T.: Antifungal activity of propolis on different species of Candida. „Mycoses” 2001, 44:375-378.

23. Dota K.F., Consolaro M.E., Svidzinski T.I., Bruschi M.L.: Antifungal activity of Brazilian propolis microparticles against yeasts isolated from vulvovaginal candidiasis. „Evid Based Complement Alternat Med” 2011, 2011:201953.

24. D’Auria F.D., Tecca M., Scazzocchio F. i wsp.: Effect of propolis on virulence factors of Candida albicans.
„J Chemother” 2003, 15:454-460.

25. Mello A., Gomes R., Lara S. i wsp.: The effect of Brazilian propolis on the germ tube formation and cell wall of Candida albicans. „Pharmacol” 2006, 3:352-358.

26. Ramani N., Mathew D.: Comparative evaluation of antimicrobial efficacy of chlorhexidine digluconate and propolis when used as an intracanal medicament: ex vivo study. „J Int Oral Health” 2012, 4:17-23.

27. Haapasalo M., Orstavik D.: In vitro infection and disinfection of dentinal tubules. „J Dent Res” 1987, 66:1375-1379.

28. Kandaswamy D., Venkateshbabu N., Gogulnath D., Kindo A.J.: Dentinal tubule disinfection with 2% chlorhexidine gel, propolis, morinda citrifolia juice, 2% povidone iodine, and calcium hydroxide. „Int Endod” J 2010, 43:419-423.

29. Spratt D.A., Pratten J., Wilson M., Gulabivala K.: An in vitro evaluation of the antimicrobial efficacy of irrigants on biofilms of root canal isolates. „Int Endod J” 2001, 34:300-307.

30. Gomes B.P.F.A., Souza S.F.C., Ferraz C.C.R. i wsp.: Effectiveness of 2% chlorhexidine gel and calcium hydroxide against Enterococcus faecalis in bovine root dentine in vitro. „Int Endod J” 2003, 36:267-275.

31. Komorowski R., Grad H., Wu X.Y., Friedman S.: Antimicrobial substantivity of chlorhexidine-treated bovine root dentine. „J Endod” 2000, 26:315-317.

32. Rosenthal S., Spangberg L., Safavi K.: Chlorhexidine substantivity in root canal dentine. „Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod” 2004, 98:488-492.

33. Gomes B.P.F.A., Vianna M.E., Zaia A.A. i wsp.: Chlorhexidine in Endodontics. „Braz Dent J” 2013, 24:89-102.

34. Parolia A., Thomas M.S., Kundabala M., Mohan M.: Propolis and its potential uses in oral health. „Int J Med and Med Sci” 2010, 2:210-215.

35. Simon S.T., Bhat K.S., Roy F.: Effect of four vehicles on the pH of calcium hydroxide and the release of calcium ion. „Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod” 1995, 80:459-464.

36. Vijayaraghavan R.., Mathian V.M., Sundaram A.M. i wsp.: Triple antibiotic paste in root canal therapy.
„J Pharm Bioallied Sci” 2012, 4(Suppl 2):S230-S233.

37. Ferreira M.B., Myiagi S., Nogales C.G. i wsp.: Time and concentration-dependent cytotoxicity of antibiotics used in endodontic therapy. „J Appl Oral Sci” 2010, 18:259-263.

38. Bose R., Nummikoski P., Hargreaves K.: A retrospective evaluation of radiographic outcomes in immature teeth with necrotic root canal systems treated with regenerative endodontic procedures. „J Endod” 2009, 35:1343-1349.


 

Autorzy:
Eu Gene Chua, Abhishek Parolia, Priya Ahlawat, Allan Pau
Wydział Stomatologii Międzynarodowego Uniwersytetu Medycznego w Bukit Jalil, Kuala Lumpur (Malezja)
Fabian Davamani Amalraj
Wydział Biologii Człowieka Międzynarodowego Uniwersytetu Medycznego w Bukit Jalil, Kuala Lumpur (Malezja)

Zdjęcia:

Fotolia

Słowa kluczowe:
przeciwgrzybiczy, Candida albicans, endodoncja, ex vivo, leki.

Streszczenie:
Badano aktywność przeciwgrzybiczą kitu pszczelego, trójskładnikowej pasty antybiotykowej (TAP), 2-proc. żelu z chlorheksydyną i wodorotlenku wapnia w glikolu propylenowym w kanalikach zębiny kanałów korzeniowych zakażonych Candida albicans na dwóch różnych głębokościach (200 μm i 400 μm) i po upływie dwóch różnych, określonych przedziałów czasowych (1 i 7 dni). (…) Propolis był mniej skuteczny przeciwko C. albicans od trójskładnikowej pasty antybiotykowej (TAP), 2-proc. żelu z chlorheksydyną i wodorotlenku wapnia w glikolu propylenowym po 1 dniu na głębokości 400 μm w głębi kanalików zębiny, ale tak samo skuteczny po 7 dniach na obu głębokościach.

 

Przejdź do następnej strony

Nasi klienci