Endopeptydazy w raku regionu głowy i szyi

Rak regionu głowy i szyi jest pojęciem zbiorczym, obejmującym nowotwory złośliwe wywodzące się z nabłonka wielowarstwowego płaskiego takich narządów, jak: język, migdałek podniebienny, gardło i krtań. Wśród nich w obrębie głowy i szyi najczęstszy jest rak krtani [1]. Polska należy do krajów, w których zachorowalność na ten nowotwór jest bardzo wysoka. Występuje znacznie częściej u mężczyzn niż u kobiet. Jest to nowotwór tytoniozależny [2]. Do czynników ryzyka zaliczamy również: wysokoprocentowy alkohol, azbest, metale ciężkie, produkty smołopochodne, promienie rentgenowskie i infekcje wirusowe. Działanie związków kancerogennych powoduje miejscowe drażnienie błony śluzowej układu oddechowego i pokarmowego, wpływa na spadek odporności organizmu, upośledza działanie antyoksydantów, niszczy strukturę DNA komórek [3].

Rak regionu głowy i szyi nie należy do nowotworów uwarunkowanych genetycznie. Szyfter i wsp. opisali rodzinne występowanie tego typu nowotworów. Z badań wynika, że u osób spokrewnionych ryzyko zachorowania jest 3,5-krotnie większe, a u rodzeństwa wzrasta 14 razy [3].

Główne kancerogeny dymu tytoniowego, posiadające właściwości mutagenne, to: policykliczne węglowodory aromatyczne (PWA), aminy aromatyczne (AA), N-nitrozaminy i reaktywne formy tlenu (ROS). Kancerogeny oddziaływają z materiałem DNA komórki, dochodzi do wytworzenia produktu, zwanego adduktem kancerogenu DNA. W konsekwencji dochodzi do zaburzeń funkcji DNA, które przejawiają się niewłaściwym parowaniem zasad DNA, blokowaniem enzymów uczestniczących w procesach replikacji DNA i biosyntezy białek. W efekcie prowadzi to do kolejnych uszkodzeń cząsteczki DNA i nieprawidłowego przekazywania informacji genetycznej. Zdrowy organizm posiada zdolność do wykrywania i usuwania uszkodzeń w procesie naprawy DNA. Biorą w nim udział enzymy naprawcze, które rozpoznają uszkodzenie i uczestniczą w jego usuwaniu, oraz enzymy współdziałające [3, 4, 5].

Kancerogeneza to proces przemiany komórki prawidłowej w komórkę nowotworową [5]. Jest on podzielony na cztery etapy. Pierwszy to preinicjacja, okres ekspozycji na czynniki rakotwórcze, do których zaliczamy: promieniowanie UV, promieniowanie kosmiczne, azbest, wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne, N-nitrozaminy, niektóre wirusy, toksyny bakteryjne, toksyny pasożytów.

Drugi etap nowotworzenia to inicjacja. Jego istotą jest powstanie mutacji DNA, które nie są rozpoznawane i naprawiane przez systemy naprawcze komórki. Szczególnie groźne są mutacje genów biorących udział w regulacji cyklu życiowego komórki. Inicjacja może trwać od kilku do 20-30 lat.

Następny etap nowotworzenia to promocja. Powstaje więcej podziałów mitotycznych, pojawia się więcej uszkodzeń DNA. Na tym etapie występuje nowotwór zwany in situ (carcinoma in situ) [1, 5]. Jest to guz, który zawiera kilka milionów komórek, jego przyrost jest liniowy. Nowotwór ten nie posiada jeszcze zdolności do wytwarzania naczyń w obrębie guza. Substancje odżywcze i tlen pobiera z otaczających go naczyń krwionośnych. Czas trwania okresu promocji to zwykle kilka lat.

Czwarty etap to progresja. W tym okresie dochodzi do wytworzenia naczyń krwionośnych w guzie. Proces ten nazywa się angiogenezą. Jest on regulowany przez czynniki proangiogenne i antyangiogenne. Czynniki proangiogenne to czynnik wzrostu śródbłonka naczyń (VEGF), zasadowe i kwaśne czynniki wzrostu fibroblastów (FGF), czynnik wzrostu nowotworu (TGF), interleukina 8 (IL-8). Do czynników antyangiogennych należą: angiostatyna, endostatyna, trombospodyna, tkankowe inhibitory metaloproteaz (TIMP), niektóre interleukiny. Wytworzone w procesie angiogenezy naczynia krwionośne mają nieprawidłową budowę, mniejsze rozmiary i są bardziej przepuszczalne. Pomimo to dostarczają tlen i pożywienie do komórek nowotworowych. Wytwarzają czynniki wzrostu, pobudzając angiogenezę. Przyrost masy guza na tym etapie jest znacznie większy, odbywa się w tempie wykładniczym. Komórki guza w fazie progresji nabywają też zdolność do przemieszczania się – migracji – w obrębie organizmu, a więc do przerzutowania. Aby doszło do przerzutu, komórka nowotworowa musi odłączyć się od masy guza. Dochodzi do tego wskutek rozluźnienia się połączeń międzykomórkowych. W procesie tworzenia przerzutów istotną rolę odgrywają wytwarzane enzymy i inne mediatory ułatwiające przenikanie przez barierę w postaci błony podstawnej, macierzy zewnątrzkomórkowej i ściany naczyń krwionośnych [1, 5]. Elementy macierzy zewnątrzkomórkowej to glikoproteiny, kolageny, elastyna. Aby komórka nowotworowa mogła pokonać tę barierę, musi dojść do strawienia tych elementów, co odbywa się na drodze proteolizy.

Enzymy biorące udział w proteolizie zwane są endopeptydazami [6, 9, 20, 35]. Szerzenie się procesu nowotworowego jest możliwe dzięki pokonaniu bariery naczyniowej i przedostaniu się do łożyska naczyń krwionośnych i chłonnych. Komórka nowotworowa przenika przez ścianę naczynia krwionośnego lub limfatycznego i tą drogą przedostaje się do odległych miejsc. Jeżeli napotka odpowiednie warunki, to rozpocznie się rozwój przerzutu nowotworowego [1, 5, 28].

ENDOPEPTYDAZY I ICH INHIBITORY

Endopeptydazy to enzymy proteolityczne, które powodują rozkład błon podstawnych i macierzy międzykomórkowej. Endopeptydazy i ich inhibitory odgrywają ważną rolę w procesie powstawania nowotworu, jego wzroście i tworzeniu przerzutów [7, 14, 15, 20, 23, 24, 29].

Endopeptydazy dzielimy na cztery grupy:

• proteazy serynowe (tPA, uPA),

• proteaza aspartylowa (katepsyna D),

• metaloproteinazy,

• proteinazy cysteinowe (katepsyny B,
H, L, S).

Proteazy serynowe

Do proteaz serynowych należą tkankowy aktywator plazminogenu (tPA) i urokinazowy aktywator plazminogenu (uPA) [22]. Proteinazy serynowe katalizują przemianę plazminogenu w aktywną plazminę. Powoduje ona rozkład fibryny, fibronektyny, lamininy.

Aktywność proteolityczna proteaz serynowych jest regulowana przez inhibitory aktywatorów plazminogenu PAI-1 i PAI-2. PAI-1 jest glikoproteiną wytwarzaną przez komórki śródbłonka, megakariocyty, komórki naczyń gładkich i wątroby. W regulacji układu urokinazowego uczestniczy wiele czynników. Są to czynniki wzrostu, hormony, endotoksyny i onkogeny [8, 32].

Proteaza aspartylowa

Katepsyna D to endopeptydaza lizosomalna o masie 52 kDa. Wytwarzana jest w postaci nieaktywnej jako proenzym. Po aktywacji ulega przemianie do dwóch postaci aktywnych o masie cząsteczkowej 34 kDa i 14 kDa. Katepsyna D jest aktywna w środowisku kwaśnym, zostaje też uaktywniona poprzez inne enzymy. Jest enzymem kaskady proteolitycznej; bierze udział w rozkładaniu substancji międzykomórkowej i w aktywacji katepsyny B. Gen dla katepsyny D znajduje się na 11 chromosomie (11p15). Aktywność katepsyn B i D pozostaje pod wpływem pH, hormonów, czynników wzrostu oraz inhibitorów proteaz [26, 28].

Metaloproteinazy

Metaloproteinazy, zwane również kolagenozami lub matryksynami, dzielimy na trzy grupy [10, 11, 31, 32]:

• kolagenazy śródmiąższowe,

• kolagenazy typu IV,

• stromielizyny.

To grupa endopeptydaz zależna od jonów cynku i wapnia. Wytwarzane są przez komórki tkanki łącznej, leukocyty, monocyty, makrofagi, granulocyty obojętnochłonne, komórki śródbłonka i przez komórki nowotworowe. Wydzielane są do przestrzeni zewnątrzkomórkowej w postaci nieaktywnej jako proenzymy. Metaloproteinazy są aktywne w obojętnym lub lekko zasadowym pH, w obecności jonów wapnia. Powodują rozkład elementów macierzy zewnątrzkomórkowej, tj.: fibronektyny, witronektyny, lamininy i kolagenu. Wszystkie one zawierają w swojej budowie peptyd sygnałowy, propeptyd i domenę katalityczną. Ich aktywacja następuje wskutek reakcji proteolitycznej, kiedy dochodzi do oderwania propeptydu. Uczestniczą one w procesach fizjologicznych i chorobowych. Biorą udział w procesach wzrostu organizmu, rozwoju tkanki łącznej, narządów wewnętrznych i w powstawaniu naczyń krwionośnych. Uczestniczą w rozwoju ciąży, podczas porodu i połogu. W procesach zapalnych warunkują migrację komórek do ogniska zapalnego, odpowiadają za prawidłowe gojenie ran i wytwarzanie blizn. Zaburzenie aktywności metaloproteinaz stwierdzono w chorobach, takich jak: stwardnienie rozsiane, choroba Alzhaimera, stwardnienie zanikowe boczne, szpiczak mnogi, czerniak złośliwy, marskość wątroby. W rozwoju nowotworu metaloproteinazy biorą udział w degradacji macierzy międzykomórkowej, uczestniczą w procesie angiogenezy, pobudzając czynniki proangiogenne, ułatwiają przechodzenie komórek nowotworowych przez macierz zewnątrzkomórkową i pobudzają czynniki wzrostu. Zaburzają odpowiedź immunologiczną organizmu na komórki nowotworowe poprzez niszczenie receptorów dla interleukiny 2 na limfocytach T.

Głównymi inhibitorami metaloproteinaz są TIMP-1 i TIMP-2. Spełniają one rolę regulacyjną w procesach syntezy i degradacji macierzy zewnątrzkomórkowej. Nadmiar metaloproteinaz w stosunku do ich inhibitorów powoduje wzmożenie procesów degradacji i sprzyja rozwojowi choroby nowotworowej.

Endopeptydazy cysteinowe

Do grupy endopeptydaz cysteinowych zaliczamy: katepsynę B, L, C, S, H, T. Są to enzymy proteolityczne występujące w lizosomach. Wykazują najlepszą aktywność w środowisku kwaśnym w pH 4,0-5,0 [12, 13, 14, 17, 19, 40].

Katepsyna B jest kodowana przez gen zlokalizowany w chromosomach 8 (8p22-p23) i 13 (13q14). Syntetyzowana jest w postaci nieaktywnej jako pre-pro-enzym. Miejscem biosyntezy są rybosomy. Pre-pro-katepsyna B jest aktywowana w lizosomach poprzez autokatalizę lub przez działanie katepsyny D, papainy i proteaz serynowych. W zdrowych tkankach katepsyna B tylko w niewielkiej ilości wydostaje się poza lizosomy, w tkankach nowotworowych obserwuje się jej gromadzenie w okolicy błony komórkowej lub w samej błonie [53]. Największa aktywność jest stwierdzana w takich narządach, jak: śledziona, wątroba, nerki oraz w makrofagach, fibroblastach, osteoklastach. Uczestniczy ona w wielu procesach fizjologicznych i patologicznych. W warunkach patologicznych katepsyna B jest odpowiedzialna za rozwój przewlekłych stanów zapalnych, chorób neurodegeneracyjnych (choroba Alzheimera), demielinizacyjnych (stwardnienie rozsiane), dystrofii mięśniowych, zakażeń wirusowych i bakteryjnych, rozedmy płuc, reumatoidalnego zapalenia stawów, choroby nowotworowej.

Katepsyna B wytwarzana przez nowotwory charakteryzuje się większą aktywnością proteolityczną i stabilnością, niezależnie od pH, i mniejszą wrażliwością na inhibitory w porównaniu do katepsyny B wydzielanej w warunkach fizjologicznych. Katepsyna B bierze udział w degradacji elementów błony podstawnej (laminina, fibronektyna, kolagen typu II i IV, troponina), uczestniczy w aktywacji proenzymów, hormonów, czynników wzrostu. Ponadto odgrywa rolę w prezentacji i dojrzewaniu antygenów, hemostazie, procesach zagnieżdżenia się zygoty.

Inhibitory proteaz cysteinowych dzielimy na cztery rodziny [15, 16, 17, 19];

• Rodzina zwana stefinami; stefina A i B, obejmuje białka o masie cząsteczkowej około 11 kDa, występują wewnątrz komórki, głównie w cytozolu, obecna w płynach ustrojowych.

• Rodzina zwana cystatynami; cystastyna C, S, SA, SN, obejmuje białka o masie cząsteczkowej, około
14 kDa, występują głównie w płynach sekrecyjnych. Cystatyna C jest wytwarzana jako precystatyna, posiada peptyd początkowy (sygnałowy) zbudowany z 26 aminokwasów.

• Rodzina obejmująca kininogeny, występujące w surowicy krwi.

• Rodzina obejmująca białka strukturalne, nieinhibitorowe.

Rola cystatyn w procesie powstawania nowotworu polega na hamowaniu peptydaz cysteinowych, które uczestniczą w przerwaniu ciągłości błony podstawnej (katepsyna B i L), proteaz uczestniczących w apoptozie i angiogenezie (katepsyna B) i pobudzaniu czynników wzrostu (katepsyna L), hormonów peptydowych (katepsyna B, H, L) [30, 40, 41].

W raku regionu głowy i szyi, w szczególności w raku krtani, badanie poziomu endopeptydaz i cystatyn stanowi przedmiot wielu prac badawczych [18, 19, 20, 26, 27, 33, 37, 39]. Endopeptydazy są oznaczane w płynach ustrojowych i w tkance nowotworowej metodami immunologicznymi (ELISA) lub technikami immunohistochemicznymi [38]. Wiele trudności dostarcza strona techniczna badań. Zdarza się, że ich wyniki nie dają jednoznacznych odpowiedzi.

BADANIA

Badano aktywność endopeptydazy w tkance nowotworowej i w tkance zdrowej, wykazywano korelacje pomiędzy poziomem endopeptydaz a stopniem zaawansowania raka, przerzutami do węzłów chłonnych szyi i całkowitym okresem przeżycia chorego. Trwają liczne badania nad wykorzystaniem endopeptydaz w diagnostyce i leczeniu choroby nowotworowej [32, 34].

W raku krtani wiele badań dotyczyło katepsyny B i L. Strojan i wsp. wykazali zdecydowanie wyższy poziom katepsyny B i L w tkance guza niż w tkance zdrowej [21]. W innych badaniach wykazano spadek aktywności katepsyny B w surowicy krwi po leczeniu chirurgicznym, który wzrastał przed wystąpieniem przerzutów. Russo i wsp. stwierdzili, że wyższy poziom katepsyny L w tkance guza koreluje z krótszym okresem przeżycia. Podobnie katepsyna D wykazywała większą aktywność w raku krtani niż w zdrowej tkance [22, 27, 36].

Aktywność inhibitorów endopeptydazy cysteinowej, stefin A i B, badana w tkance guza i surowicy, była równa lub niższa w porównaniu z tkanką i surowicą osoby zdrowej. Budihna i wsp. wykazali, że niskie stężenie stefiny A jest proporcjonalne do stopnia zaawansowania choroby i gorszego rokowania. Aktywność endopeptydaz i ich inhibitorów badano również w węzłach chłonnych. Stwierdzono podwyższony poziom endopeptydaz i ich inhibitorów w węzłach chłonnych z potwierdzonymi przerzutami raka krtani [32].

W badaniach nad metaloproteinazami (MMP) wykazano wzrost tych enzymów w tkance guza w porównaniu z tkanką zdrową krtani. Trwają badania określające zależność pomiędzy ekspresją wydzielania MMP a stopniem zaawansowania choroby nowotworowej. Szereg badań potwierdziło związek pomiędzy wzrostem MMP a wystąpieniem przerzutów [11, 20, 31, 40-46].

Autorzy:
lek. med. Agnieszka Wolny, lek. med. Łukasz B. Pilarz, dr n. med. Katarzyna Mrówka-Kata, prof. dr hab. n. med. Eugeniusz Czecior
Katedra i Oddział Kliniczny Otorynolaryngologii i Onkologii Laryngologicznej w Zabrzu, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Zdjęcia:

Shutterstock

Streszczenie:
Rak regionu głowy i szyi obejmuje nowotwory złośliwe wywodzące się z nabłonka wielowarstwowego płaskiego języka, migdałków, gardła i krtani. Endopeptydazy i ich inhibitory odgrywają ważną rolę w procesie powstawania nowotworu, jego wzroście i tworzeniu przerzutów. W pracy wyjaśniono ich charakterystykę i znaczenie dla karcinogenezy.

Piśmiennictwo:

1. Janczewski G., Osuch-Wójcikiewicz E.: Rak krtani i gardła dolnego. α-medica Press; Warszawa 2002.

2. Kruk-Zagajewska A., Wierzbicka M., Leszczyńska M., Kordylewska M., Szyfter W.: Rozpoznawanie i leczenie raka krtani. „Postępy w chirurgii głowy i szyi” 2006; 5; 5 15.

3. Szyfter K.: Rola czynnika genetycznego w powstawaniu i przebiegu płaskonabłonkowego raka krtani. „Postępy w chirurgii głowy i szyi” 2002; 1: 5-19.

4. Szyfter K., Szmeja Z., Szyfter W.: Analiza adduktów DNA u chorych z rakiem krtani. „Otolaryngologia Polska” 1993; 67: 496-501.

5. Bal J.: Biologia molekularna w medycynie. Elementy genetyki medycznej. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2006.

6. Skrzydlewska E., Sułkowska M., Koda M., Sułkowski S.: Proteolytic-antiproteolytic balance and its regulation in carcinogenesis. „World J Gastroenterol” 2005;11(9): 1251-1266.

7. Grzonka Z., Jankowska E., Kasprzykowski F. et al.: Structural studies of cysteine proteases and their inhibitors. „Acta Biochimica Polonica” 2001; 48 (1): 1-20.

8. Duffy M.J.: Proteases as Prognostic Markers In Cancer. “Clinical Cancer Rescarch”, 1996; 2; 613-618.

9. Smolarczyk K., Błasiak J.: Rola proteaz w progresji nowotworów. „Journal of Oncology” 2001; 51 (4): 420-427.

10. Starska K., Osiatyńska O., Łukomski M., Lewy-Trenda I.: Immunoekspresja metaloproteinazy błonowej typu 1 w raku płaskonabłonkowym krtani – korelacja z cechami morfologicznymi guza. „Otolaryngologia Polska” 2006; 5(4): 171-175.

11. Christopoulos T.A., Papageorgakopoulou N., Theocharis D.A. et al.: Diagnostic and classification value of metalloproteinases insquamous human laryngeal carcinoma. „International Journal of Oncology” 2004; 25: 481-486.

12. Haczyńska H., Warwas M.: Tkankowa katepsyna B jako czynnik prognostyczny choroby nowotworowej. „Nowotwory” 1997; 47: 587-594.

13. Kane S. Eand-Gottesman M.M.: The role of cathepsin L in malignant transformation. “Cancer Biology” 1990; 1: 127-136.

14. Siewiński M., Saleh Y., Ziółkowski P.: Cysteine peptidases in health and diseases. „Folia Medica Cracoviensia” 2003; 44: 169-178.

15. Warwas M., Haczyńska H.: Rola cystatyn w procesie nowotworowym i jego diagnostyce. „Post. Hig. Med. Dośw.” 1998; 52(5): 515-526.

16. Wyrwińska A., Torliński L.: Proteazy cysteinowe i cystatyny w chorobach nowotworowych. Diagnostyczna i prognostyczna wartość oznaczania cystatyn i/lub proteaz cysteinowych. „Nowiny Lekarskie”, 2003; 72(3): 228-233.

17. Warwas M.: Cystatyna C – potencjalne zastosowanie w medycynie. „Farmacja Polska” 2002; 58(14): 684-690.

18. Berdowska I.: Cysteine proteases as disease markers. „Clinica Chimica Acta” 2004; 342: 41-69.

19. Smid L., Strojan P., Budihna M. et al.: Prognostic value of cathepsins B, D and strefins A and B in laryngeal carcinoma. „Oncology” 1997; 254: 150-153.

20. Mohamed M.M., Sloane B.F.: Cysteine cathepsins: multifunctional enzymes in cancer. „Nature Publishing Group” 2006; 6: 764-775.

21. Strojan P., Budihna M., Smid L. Et al.: Prognostic Significance of Cysteine Proteinases Cathepsins B and L and Their Endogenous Inhibitor prs Strefins A and B in Patiens with Squamous Cell Carconoma of Head and Neck. „Clinical Cancer Research” 2000; 6: 1052-1062.

22. Siewiński M., Berdowska I., Mikulewicz W., Wnukiewicz J., Gutowicz J.: Activity of cysteine proteases and their inhibitors in the lymph nodes of larynx cancer patiens. „MedSciMonit” 2002;8(12): 540-544.

23. Doucet A., Overall C.M.: Protease proteomics: Revealing protease in vivo functions using systems biology approaches. „Molecular Aspects of Medicine”; 2008; 29: 339-358.

24. Barrett A.J.: The cystatins: a new class of peptidase inhibitors. „TIBS” 1987;12: 193-196.

25. Warwas M. Strefina A.: Potencjalne znaczenie w onkologicznej diagnostyce laboratoryjnej. „Pol. Merk. Lek.”, 2005; 19 (109): 86-89.

26. Drewa T., Olszewska D., Makarewicz R. et al.: Znaczenie katepsyny B i D i ich inhibitorów w procesach nowotworowych. „Pol. Merk. Lek.” 2001;11: 88-90.

27. Lazaris A.C., Lendami I., Kavantzas N. et al.: Correlation of tumor markers p53, bcl-2 and cathepsin- D with clinicopathologic features and disease – free survival in laryngeal squamous cell carcinoma. „Patology International” 2000; 50: 717-724.

28. Olszewska D., Drewa T., Makarewicz R., Drewa J. et al.: Znaczenie katepsyn B i D w procesach fizjologicznych i patologicznych. „Pol. Merk. Lek.” 2001; 10(55): 65-70.

29. Palermo C., Joyce J.A.: Cysteine cathepsin proteases as pharmacological targets in cancer. „Trends in Pharmacological Sciences” 2007; 29(1): 22-28.

30. Bell-McGuinn K.M., Garfall A.L., Bogyo M. et al.: Inhibition of Cysteine Cathepsin Protease Activity Enhances Chemotherapy Regimens by Decreasing Tumor Growth and Invasiveness in Mouse Model of Multistage Cancer. ”Cancer Res.” 2007; 67(15): 7378-7385.

31. Lopez-Otin C., Matrisian L.M.: Emerging roles of proteases in tumor suppression. Nature Publishing Group 2007; 7: 800-808.

32. Lee M., Fridman R., Mobashery S.. Extracellular proteases as targets for treatment of cancer metastases. The Royal Society of Chemistry 2004; 33: 401-409.

33. Mikulewicz W., Berdowska I., Jarmulowicz J., Siewiński M.: Decrease in vivo of cysteine endopeptidases in blood of patients with tumor of the larynx. „Anti- Cancer Drug” 1993; 4: 002-005.

34. Kim J.T., Lee S.J., Kang M.A. et al.: Cystatin SN neutralizes the inhibitory effect of cystatin C on cathepsin B activity. „Cell Death Dis.” 2013; 4: 974.

35. Zhang X., Hou Y., Niu Z. et al.: Clinical significance of detection of cathepsin X and cystatin C in the sera of patients with lung cancer. Zhongguo Fei Ai Za Zhi. 2013; 16(8): 411-6.

36. Barnfield M.C., Burniston M.T., Reid U. et al.: Cystatin C in assessment of glomerular filtration rate in children and young adults suffering from cancer. „Nucl Med Commun.” 2013 Jun; 34(6): 609-14.

37. Magister S., Kos J.: Cystatins in immune system. „J Cancer.” 2013; 4(1): 45-56.

38. Yamawaki C., Takahashi M., Takara K. et al.: Effect of dexamethasone on extracellular secretion of cystatin C in cancer cell lines. „Biomed Rep.” 2013; 1: 115-118.

39. Ohara G., Miyazaki K., Kurishima K. et al.: Serum levels of cystatin C in elderly lung cancer patients. „Oncol Lett.” 2012 Feb; 3(2): 303-306.

40. Saleh Y., Siewiński M., Sebzda T. et al.: Inhibition of cathepsin B activity in human breast cancer tissue by cysteine peptidase inhibitorisolated from human placenta: immunohistochemical and biochemical studies. „Folia Histochemica et Cytobiologica” 2003; 41(3): 161-167.

41. Christeller J.T.: Evolutionary mechanismsacting on proteinase inhibitor variability. „The FEBS Journal” 2005; 272: 5710-5722.

42. Leto G., Tumminello F.M., Gebbia N. et al.: Differential expression levels of urokinase- type plasminogen activator and cathepsin D in locally advanced laryngeal squamous cell carcinoma: clinical implications. „The International Journal of Biological Markers” 2001; 16(4): 245-249.

43. Chorna V., Lyanna O.: Clinical and experimental studies of cysteine cathepsin in human brain tumors. „Annales Universitatis Mariae Curie-Skłodowska Lublin – Polonia” 2004; 17(23): 255-259.

44. Danilewicz M., Wągrowska-Danilewicz M.: Immunohistochemical analysis of the interstitial mast cell in acute rejection of human renal allografts. „MedSci Monit” 2004; 10(5): 151-156.

45. Passowicz-Muszyńska E., Jankowska R., Gołąb K. et al.: Aktywność katepsyny B i stężenie kompleksu elastazy z inhibitorem a1 – proteinaz w drobnokomórkowym raku płuca – obserwacja dwuletnia. „Polski Merkuriusz Lekarski” 2003; 14(83): 417-420.