Osteointegracja implantów cyrkonowych w porównaniu z tytanowymi – badanie in vivo

Od kiedy ponad 40 lat temu weszły w użycie implanty zębowe, stały się one powszechnie przyjętą metodą uzupełniania braków uzębienia. W ostatnim czasie materiałem z wyboru do produkcji implantów jest tytan, cechujący się doskonałą biokompatybilnością i właściwościami mechanicznymi [1]. Jednakże jego szara barwa może stwarzać problemy estetyczne, zwłaszcza jeżeli stan tkanek miękkich nie jest optymalny i ciemny kolor prześwituje przez cienką śluzówkę dziąsła [2]. 

Powodzenie wszczepienia implantów ma bezpośredni związek z osteointegracją, procesem interakcji pomiędzy implantem a kością, ostatecznie prowadzącej do zakotwiczenia implantu w kości [3]. Ponieważ budowa powierzchni biomateriału ma znaczący wpływ na osteointegrację, opracowano różne chemiczne i fizyczne modyfikacje powierzchni, które mają sprzyjać gojeniu się kości. Zwiększenie szorstkości powierzchni implantów skutkowało lepszym ich przyleganiem do kości [4] i krótszym czasem wgajania [5].

Ceramika cyrkonowa (tetragonalny polikrystaliczny dwutlenek cyrkonu stabilizowany itrem) wydaje się być odpowiednim materiałem na implanty z racji barwy przypominającej kolor naturalnego zęba, doskonałych właściwości mechanicznych i dobrej biokompatybilności [6]. Materiał ten jest już szeroko wykorzystywany w konstrukcji endoprotez stawu biodrowego, z nadzwyczajnymi wynikami klinicznymi [7]. Niedawne badania na zwierzętach wykazały również skuteczne wgajanie implantów zębowych z dwutlenku cyrkonu zarówno bez obciążenia, jak i w warunkach obciążenia [2, 8-10]. Ponieważ konwencjonalna obróbka dwutlenku cyrkonu zazwyczaj daje względnie gładkie powierzchnie, jedynie nieliczne badania oceniały implanty cyrkonowe o zwiększonej chropowatości powierzchni. Jest to kluczowy aspekt powodzenia klinicznego, wykazano już bowiem, że chropowatość i topografia powierzchni również wpływają na osteointegrację implantów cyrkonowych [6, 11-13]. Jednak o wiele mniej wiadomo o wpływie modyfikacji powierzchni na osteointegrację implantów cyrkonowych niż tytanowych. Toteż celem tego badania było skontrolowanie wgajania się implantów cyrkonowych z powierzchniami trawionymi kwasem w porównaniu z implantami tytanowymi.

Fot. 1. Radiogram pokazujący implanty tytanowe (po lewej) i cyrkonowe (po prawej) wszczepione w kość piszczelową miniświnki po 12 tygodniach leczenia.

Fot. 2. Mikrofotografia pokazująca tkankę ziarninową bogatą w substancję podstawową (wybarwiona pomarańczowo) między implantem a kością (wybarwiona zielono). Po lewej implant cyrkonowy, po prawej tytanowy (barwienie Masson-Trichrome-Goldner, pow.100x).

Materiał i metody

Zwierzęta doświadczalne

Badanie przeprowadzono na zwierzętach laboratoryjnych – dwunastu miniświnkach (> 5 lat, średnia masa ciała 66,5 kg) – uzyskawszy akceptację Komisji Etycznej ds. Badań na Zwierzętach przy uniwersytecie w Düsseldorfie. Zwierzęta były trzymane w małych grupkach w specjalnie zaprojektowanych chlewikach i karmione typową paszą. Dwanaście godzin przed zabiegiem wstrzymano podaż pokarmów, podając tylko wodę ad libitum.

Implanty

Zastosowano dwadzieścia cztery implanty śrubowe z ceramiki cyrkonowej (tetragonalny polikrystaliczny dwutlenek cyrkonu stabilizowany itrem) ze zmodyfikowaną (trawioną kwasem) powierzchnią (Ra = 0,598 μm
wg informacji producenta) oraz dwadzieścia cztery implanty z handlowo czystego tytanu z powierzchnią trawioną kwasem (Ra = 1,77 μm wg informacji producenta). Implanty dostarczyła firma Konus Dental Implants (Bingen, Niemcy). Wszystkie implanty miały taki sam kształt makroskopowy ze standaryzowaną średnicą 3,5 mm i długością 9 mm.

Procedura chirurgiczna

Wszystkie zabiegi zostały wykonane w warunkach sterylnych w weterynaryjnej sali operacyjnej. Zwierzęta zostały poddane sedacji przez domięśniowe wstrzyknięcie 10 mg/kg ketaminy (Ketavet®, Pfizer, Niemcy), 1 ml atropiny (Atropinsulfat Braun®, Braun, Niemcy) i 5 mg/kg azaperonu (Stresnil®, Janssen-Cilag, Neuss, Niemcy).

Znieczulenie rozpoczęto dożylnym bolusem 3-5 ml tiopentalu (Thiopental inresa®, Inresa Arzneimittel, Niemcy), po czym świnki zaintubowano i podtrzymywano znieczulenie wziewnie 1,5-proc. izofluranem. Dodatkowo zwierzęta otrzymały lek przeciwbólowy – pirytramid (Dipidolor®, Janssen-Cilag, Niemcy) w dawce 0,5 ml. Miejsca wszczepiania implantów znieczulono miejscowo 5 ml chlorowodorku artykainy 1:200 000 (Ultracain® DS, Aventis, Niemcy]. Nacięto skórę podudzi i obnażono kości piszczelowe, odpreparowując płaty powięziowo-okostnowe. Następnie każdemu zwierzęciu wszczepiono cztery implanty o długości 9 mm i średnicy 3,5 mm. Miejsca wszczepienia przygotowano sekwencyjnie dwoma wiertłami, zgodnie ze standardowym protokołem producenta. Podczas wprowadzania implantów stosowano ciągłe przepłukiwanie jałowym roztworem soli fizjologicznej, by zminimalizować uraz kości spowodowany przegrzaniem. Skórę i płaty powięziowo-okostnowe zszyto warstwowo pojedynczymi szwami wchłanialnymi (Vicryl® 2-0, Ethicon, Niemcy). Po zabiegu zwierzętom przez trzy dni podawano amoksycylinę 10 mg/kg (Duphamox LA®, Fort Dodge, Niemcy) jako antybiotyk i karprofen 4,4 mg/kg (Rimadyl®, Pfizer, Niemcy) jako środek przeciwzapalny. Zwierzęta badano w kilka dni po zabiegu, by sprawdzić, czy nie doszło do rozejścia się lub zakażenia rany pooperacyjnej, a potem raz w tygodniu, oceniając ogólny stan zdrowia. Po upływie 1, 4 i 12 tygodni usypiano kolejno po 4 świnki za pomocą dożylnego wstrzyknięcia śmiertelnej dawki pentobarbitalu (Eutha 77®, Essex Pharma, Niemcy). Po eutanazji pobrano próbki kości piszczelowych zawierające implanty wraz z otaczającymi tkankami. Próbki pocięto piłą w celu usunięcia zbędnych fragmentów kości oraz tkanek miękkich i spreparowano do dalszych badań.

Badanie histologiczne

Próbki zawierające implanty natychmiast utrwalono w 4-proc. roztworze formaldehydu, pozostawiając je przez około tydzień. Następnie poddano je odwodnieniu za pomocą wzrastających stężeń etanolu, po czym zatopiono w metakrylanie metylu (Technovit® 7200, Heraeus Kulzer, Niemcy). Posługując się techniką cięcia i skrawania wg Donatha, przekroje podłużne przycięto do 20-40 μm do analizy w mikroskopie konwencjonalnym (Exakt Apparatebau, Niemcy). Dwa przekroje centralne każdego implantu wybarwiono błękitem toluidyny i metodą Masson-Trichrome wg Goldnera. Skrawki oceniono w mikroskopie świetlnym Leica DM 5000 B i sfotografowano aparatem o wysokiej rozdzielczości Leica DC 300 F (Leica Microsystems, Niemcy).

Ocena histomorfometryczna

Do oceny histomorfometrycznej wybrano jeden przekrój centralny w 50-krotnym powiększeniu. W celu pomiaru wskaźnika kontaktu kości z implantem (BIC), zdefiniowanego jako długość brzegu powierzchni kości pozostającego w bezpośrednim kontakcie z implantem [x 100 (%)], użyto oprogramowania ImageJ 1.37 v® (bezpłatny dostęp: http://rsb.info.nih.gov/ij/features.html).

Analiza statystyczna

Wszystkie obliczenia zostały wykonane za pomocą SPSS dla Windows (SPSS Inc., USA). Wyniki pomiarów histomorfometrycznych wyrażono jako średnie ± odchylenia standardowe. Różne grupy terapeutyczne porównano, używając testu U Manna-Whitneya. Jako poziom znamienności przyjęto p < 0,05.

Fot. 3. Osteoid i kość splotowata utworzone na powierzchni implantów cyrkonowych (po lewej) i tytanowych (po prawej) w 4 tygodnie po implantacji (barwienie błękitem toluidyny, pow. 50x).

Fot. 4. Po 12 tygodniach gojenia widoczna jest dojrzała kość blaszkowa w bezpośredniej styczności z powierzchnią implantów cyrkonowych (po lewej) i tytanowych (po prawej) (barwienie błękitem toluidyny, pow. 100x).

Rys. 1. Diagram przedstawiający wzrost wskaźnika kontaktu kość – implant (BIC) z upływem czasu (po 1, 4, 12 tygodniach). Nie obserwowano znamiennych statystycznie różnic między dwiema grupami (p < 0,05).

Wyniki

Rekonwalescencja po zabiegu przebiegała pomyślnie u wszystkich zwierząt, przez cały okres obserwacji w badaniu klinicznym nie odnotowano objawów zakażenia (fot. 1). Analiza w mikroskopie świetlnym wykazała, że w pierwszym tygodniu po zabiegu miejsce skrzepu uformowanego pomiędzy implantem a kością zajmuje tkanka ziarninowa bogata w substancję podstawową (fot. 2). Po 4 tygodniach zaobserwowano dojrzałą ziarninę z tworzeniem się osteoidu i kości naprawczej (fot. 3). Bliski kontakt kości z implantem widoczny był zarówno w przypadku implantów tytanowych, jak i cyrkonowych. Na tych ostatnich zaobserwowano okrężne narastanie tkanki kostnej. Po 12 tygodniach gojenia uzyskano integrację obu rodzajów implantów z tkankami twardymi, stwierdzając obecność dojrzałej kości blaszkowej w kontakcie bezpośrednim z powierzchniami implantów (fot. 4). W żadnej z próbek nie wykryto cech zapalenia. Wykrywalne histologicznie drobne różnice pomiędzy implantami cyrkonowymi a tytanowymi nie były już widoczne.

Wskaźnik kontaktu kość – implant w okresie obserwacji uległ wzrostowi zarówno dla implantów cyrkonowych, jak i tytanowych (rys. 1). Po 1 tygodniu wynosił on odpowiednio 35,3% ± 10,8 dla dwutlenku cyrkonu i 47,7% ± 9,1 dla tytanu. Po 4 tygodniach in situ implanty cyrkonowe osiągnęły wartość BIC 45,3% ± 15,7, a tytanowe 58,6% ± 9,5. Po 12 tygodniach wartości BIC wynosiły odpowiednio 71,4% ± 17,8 i 82,9% ± 10,7. Różnice te nie były statystycznie znamienne (p < 0,05).

Dyskusja

Dwutlenek cyrkonu jest bioobojętnym i niewchłanialnym tlenkiem metalu, przewyższającym właściwościami mechanicznymi, tj. dużą odpornością na złamania/pęknięcia i wytrzymałością na zginanie, wszystkie inne biomateriały ceramiczne [14]. Z powodu dobrej stabilności chemicznej i fizycznej, dużej wytrzymałości i odporności wydaje się być materiałem odpowiednim do zastosowań stomatologicznych [7]. Opisano już dobre efekty wykorzystania go do produkcji wkładów koronowo-korzeniowych oraz do odbudów protetycznych w postaci pojedynczych koron i mostów [15-17]. Zasugerowano, że z racji barwy przypominającej kolor naturalnego zęba dwutlenek cyrkonu może się przydać do produkcji implantów zębowych jako materiał alternatywny dla tytanu. Wyniki tego badania wykazały, że implanty cyrkonowe ze zmodyfikowaną powierzchnią wydają się ulegać osteointegracji w podobny sposób jak tytanowe.

Po tygodniu gojenia w kilku miejscach pomiędzy implantem a kością obserwowano wyraźne szczeliny, wypełnione tkanką ziarninową bogatą w substancję podstawową. Po 4 tygodniach w bezpośredniej styczności z powierzchniami implantu pojawiała się kość splotowata, a po 12 tygodniach kość blaszkowa. W naszych próbkach nie znaleźliśmy warstwy luźnej tkanki łącznej, oddzielającej tkankę kostną od powierzchni cyrkonowej, jaką opisali Sennerby i wsp. [6].

Proces osteointegracji gwintowanych implantów cyrkonowych analizowali ostatnio Rothamel i wsp. [18]. Porównali oni wgajanie się implantów cyrkonowych ze zmodyfikowaną (piaskowaną) powierzchnią oraz implantów z polerowanego, handlowo czystego tytanu. Po 4 dniach zaobserwowana została szczelina pomiędzy tkanką kostną i powierzchnią implantu, wypełniona reorganizującym się skrzepem. 2 tygodnie po implantacji pojawiła się kość splotowata narastająca w kierunku implantu, po czym po 28 dniach utworzyła się kość blaszkowa. Pod koniec okresu wgajania, po 8 tygodniach obserwowano już ewidentny bliski kontakt kości z powierzchnią implantu. Jednakże wciąż widoczny był odstęp w miejscu oryginalnej szczeliny, z napływającymi licznymi osteoblastami, co świadczy o wysokiej biokompatybilności użytych materiałów.

Wyniki badania wykazały również wzrost BIC w okresie wgajania. Jednakże nie odnotowano statystycznie znamiennych różnic histomorfometrycznych pomiędzy implantami cyrkonowymi a tytanowymi. Spostrzeżenie to jest zgodne z innymi badaniami na zwierzętach, które również nie wykazały różnic między powierzchniami implantów z dwutlenku cyrkonu i tytanu [2, 6, 8, 12, 19], prawdopodobnie wskutek faktu, że dwutlenek cyrkonu jest wysoce biokompatybilny. Kilku autorów podało, że po 4 tygodniach od wszczepienia implantu średnia wartość BIC przekroczyła 60% [2, 6, 10, 18]. Podawane różnice w BIC wydają się być związane z wykorzystaniem różnych zwierząt doświadczalnych (psy, małpy, króliki i miniświnki) [2, 9, 20]. Aby zapewnić standaryzowane warunki do oceny histomorfometrycznej, implanty umieszczono w kości piszczelowej, wykazującej taką samą geometrię na dłuższym odcinku. W takim przypadku BIC zależy tylko od osteointegracji implantu, a nie od cech kości w miejscu implantacji. W przeciwieństwie do wyników innego podobnego badania [21], na żadnym etapie nie zaobserwowano oddzielenia się tkanki kostnej od powierzchni cyrkonowej z obecnością luźnej tkanki łącznej.

Wartość BIC w naszym badaniu (45,3% po 4 tygodniach) okazała się podobna do tej z pracy Sennerby’ego i wsp. [6]. Jej autorzy uzyskali wartość BIC 36% dla implantów z niemodyfikowanego dwutlenku cyrkonu i ponad 45% dla implantów cyrkonowych z modyfikacją powierzchni po 6 tygodniach wgajania w kość piszczelową królików.

Scarano i wsp. [10] odnotowali BIC 68% dla implantów z niemodyfikowanego dwutlenku cyrkonu po 4 tygodniach od wszczepienia w kość piszczelową królików. Po 6 miesiącach wgajania bez obciążenia w żuchwę psów Dubruille i wsp. [9] uzyskali dla implantów cyrkonowych BIC 65%, w porównaniu z 68% dla implantów z aluminy i 54% dla implantów tytanowych. W tych pracach nie oceniano topografii powierzchni implantów. Kohal i wsp. [2] otrzymali nieco wyższe wartości BIC po wszczepieniu implantów w kość szczęki małp po 5 miesiącach wgajania z obciążeniem (68% dla implantów cyrkonowych z powierzchnią piaskowaną i 73% implantów tytanowych z powierzchnią piaskowaną i trawioną kwasem). Jednak nie dokonywali oni pomiarów ani opisu topografii powierzchni. W naszym badaniu wartości BIC 71% dla implantów cyrkonowych z powierzchnią trawioną kwasem i 83% dla implantów tytanowych z powierzchnią piaskowaną i trawioną kwasem zostały uzyskane po 3 miesiącach od wszczepienia.

Wiadomo że modyfikacje powierzchni mogą zwiększać integrację z kością implantów tytanowych na różnych modelach zwierzęcych [22, 23]. Według kilku wcześniejszych prac doświadczalnych szorstkość i topografia powierzchni w większym stopniu wpływają na osteointegrację implantów cyrkonowych [11-13]. Sennerby i wsp. [6] zastosowali technikę powlekania do otrzymania porowatej powierzchni implantów cyrkonowych (chropowatość powierzchni implantów niemodyfikowanych: Sa = 0,75 μm; modyfikowanych odpowiednio: Sa = 0,93 μm, Sa = 1,24 μm,). Pomimo oczywistych różnic w chropowatości nie zaobserwowano znamiennych różnic w zakresie osteointegracji (BIC lub powierzchnia kości wypełniającej przestrzeń między zagłębieniami gwintu) badanych implantów. Jedynie wartości momentu obrotowego przy usuwaniu implantów były znacznie niższe w przypadku implantów cyrkonowych z powierzchniami niemodyfikowanymi niż wszystkich innych typów implantów. Te wyniki, jak również wyniki uzyskane przez Scarano i wsp. [10], stosujących niemodyfikowane implanty cyrkonowe, świadczą o znaczącej biokompatybilności implantów cyrkonowych, nawet bez dodatkowej obróbki powierzchni.

W odróżnieniu od badań Sennerby’ego i wsp. [6] w naszym badaniu do otrzymania modyfikacji strukturalnej powierzchni implantów zastosowano technikę trawienia kwasem. Przyjmuje się, że modyfikacja powierzchni przez trawienie kwasem wpłynie na topografię materiału nie tylko w skali mikro, lecz także submikro i nano. Wartości Sa lub Ra odnoszą się tylko do średniej chropowatości, nie dostarczają natomiast zbyt wielu informacji na temat topografii powierzchni w skali submikro i nano (Ra jest dwuwymiarowym {2 D} odpowiednikiem trójwymiarowego {3 D} deskryptora Sa. Zarówno Ra, jak i Sa odzwierciedlają średnią arytmetyczną bezwzględnych wartości odległości poszczególnych punktów powierzchni od uśrednionej płaszczyzny w badanym obszarze [24]).

Topografia w skali submikro i nano determinuje reakcje komórek, w tym orientację, zmiany mobilności, przyczepności i kształtu komórki. Dlatego te cechy topograficzne odgrywają ważną rolę we wczesnym stadium osteointegracji implantów zębowych [25]. Na odpowiedź komórek wpływają również różnice w fizykochemicznych właściwościach materiału [26].

W naszym badaniu zademonstrowaliśmy udaną integrację implantów cyrkonowych z rodzimą tkanką kostną i porównywalny BIC, choć zmodyfikowane implanty cyrkonowe wykazały znacząco niższe wartości Ra w stosunku do implantów tytanowych. Ponadto proces osteointegracji implantów cyrkonowych wykazywał podobieństwo do obserwowanego w przypadku implantów tytanowych. Mogło to być spowodowane faktem, że topografia powierzchni nie jest jedynym czynnikiem determinującym odpowiedź biologiczną na materiał implantu.

Wyniki wcześniejszych prac wskazują na dobrą biokompatybilność nawet niemodyfikowanych powierzchni cyrkonowych. Topografia w skali submikro i nano powierzchni cyrkonowych trawionych kwasem może wywierać dodatkowy synergistyczny wpływ na biokompatybilność i osteointegrację tego typu implantów [27]. Potrzebne są dalsze badania, by ocenić wpływ topografii powierzchni implantów cyrkonowych w skali submikro i nano na proces osteointegracji.

Wniosek

Wyniki naszego badania sugerują, że implanty cyrkonowe ze zmodyfikowanymi powierzchniami prezentują podobne cechy osteointegracji do implantów tytanowych. Wyniki te są obiecujące w aspekcie wykorzystania w przyszłości cyrkonowych implantów zębowych.

Konflikt interesów

Autorzy oświadczają, że nie zachodzi żaden konflikt interesów.

Wkład autorów

U.M., C.N., J.H. opracowali projekt badania i wykonywali zabiegi wszczepienia implantów. H.P.W. wykonał badania histologiczne i sporządził szkic artykułu. R.D. uczestniczyła w projektowaniu badania, wykonywaniu zabiegów i pisaniu artykułu. H.Z., M.O., S.K., H.C.L., N.R.K. brali udział w pisaniu wstępnej wersji artykułu i współpracowali przy redagowaniu wersji ostatecznej. Wszyscy autorzy przeczytali i zatwierdzili wersję ostateczną.

Podziękowania

Autorzy dziękują dr. M. Sagerowi i I. Schrey za ich pomoc i zaangażowanie w realizację badania na zwierzętach oraz C. Willamoski, S. Haumann, I. Nowak za przygotowanie próbek do badania histologicznego. Badanie otrzymało wsparcie uniwersytetu w Düsseldorfie. Implanty zostały ofiarowane przez firmę Konus Dental Implants z Bingen.

Tłumaczenie

lek. med. Dorota Tukaj

„Head & Face Medicine” 2008, 4:30.

Piśmiennictwo:

1. Smith D.C.: Dental implants: materials and design considerations. „Int J Prosthodont” 1993, 6:106-17.

2. Kohal R.J., Weng D., Bachle M., Strub J.R.: Loaded custom-made zirconia and titanium implants show similar osseointegration: an animal experiment. „J Periodontol” 2004, 75:1262-8.

3. Triplett R.G., Frohberg U., Sykaras N., Woody R.D.: Implant materials, design, and surface topographies: their influence on osseointegration of dental implants. „J Long Term Eff Med Implants” 2003, 13:485-501.

4. Buser D., Broggini N., Wieland M. i wsp.: Enhanced bone apposition to a chemically modified SLA titanium surface. „J Dent Res” 2004, 83:529-33.

5. Cochran D.L., Buser D., Bruggenkate C.M. i wsp.: The use of reduced healing times on ITI implants with a sandblasted and acid-etched (SLA) surface: early results from clinical trials on ITI SLA implants. „Clin Oral Implants Res” 2002, 13:144-53.

6. Sennerby L., Dasmah A., Larsson B., Iverhed M.: Bone tissue responses to surface-modified zirconia implants: A histomorphometric and removal torque study in the rabbit. „Clin Implant Dent Relat Res” 2005, 7(Suppl 1):S13-20.

7. Piconi C., Maccauro G., Muratori F., Brach del Prever E.: Alumina and zirconia ceramics in joint replacements. „Journal of Applied Biomaterials & Biomechanics” 2003, 1:19-32.

8. Akagawa Y., Hosokawa R., Sato Y., Kamayama K.: Comparison between freestanding and tooth-connected partially stabilized zirconia implants after two years’ function in monkeys: a clinical and histologic study. „J Prosthet Dent” 1998, 80:551-8.

9. Dubruille J.H., Viguier E., Le Naour G. i wsp.: Evaluation of combinations of titanium, zirconia, and alumina implants with 2 bone fillers in the dog. „Int J Oral Maxillofac Implants” 1999, 14:271-7.

10. Scarano A., Di Carlo F., Quaranta M., Piattelli A.: Bone response to zirconia ceramic implants: an experimental study in rabbits. „J Oral Implantol” 2003, 29:8-12.

11. Bachle M., Butz F., Hubner U. i wsp.: Behavior of CAL72 osteoblast-like cells cultured on zirconia ceramics with different surface topographies. „Clin Oral Implants Res” 2007, 18:53-9.

12. Gahlert M., Gudehus T., Eichhorn S. i wsp.: Biomechanical and histomorphometric comparison between zirconia implants with varying surface textures and a titanium implant in the maxilla of miniature pigs. „Clin Oral Implants Res” 2007, 18:662-8.

13. Li J., Fartash B., Hammarström L., Hermansson L.:
Effect of macrotexture produced by laser beam machining on the retention of ceramics implant in bone in vivo. „Mater in Medicine” 1994, 5:760-763.

14. Piconi C., Maccauro G.: Zirconia as a ceramic biomaterial. „Biomaterials” 1999, 20:1-25.

15. Ahmad I.: Restitution of maxillary anterior aesthetics with all-ceramic components. „Int Dent J” 2002, 52:47-56.

16. Meyenberg K.H., Luthy H., Scharer P.: Zirconia posts: a new all-ceramic concept for nonvital abutment teeth. „J Esthet Dent” 1995, 7:73-80.

17. Sturzenegger B., Feher A., Luthy H. i wsp.: Clinical study of zirconium oxide bridges in the posterior segments fabricated with the DCM system. „Schweiz Monatsschr Zahnmed” 2000, 110:131-9.

18. Rothamel D., Ferrari D., Herten M. i wsp.: Biokompatibilität und Hartgewebsintegration einphasiger oberflächenstrukturierter Zirkoniumoxidimplantate-Eine kombinierte in-vitro- und in-vivo-Studie. „Implantologie” 2007, 15:405-414.

19. Akagawa Y., Ichikawa Y., Nikai H., Tsuru H.: Interface histology of unloaded and early loaded partially stabilized zirconia endosseous implant in initial bone healing. „J Prosthet Dent” 1993, 69:599-604.

20. Wenz H.J., Bartsch J., Wolfart S., Kern M.: Osseointegration and clinical success of zirconia dental implants: a systematic review. „Int J Prosthodont” 2008, 21:27-36.

21. Chang Y.S., Oka M., Nakamura T., Gu H.O.: Bone remodeling around implanted ceramics. „J Biomed Mater Res” 1996, 30:117-24.

22. Gotfredsen K., Berglundh T., Lindhe J.: Anchorage of titanium implants with different surface characteristics: an experimental study in rabbits. „Clin Implant Dent Relat Res” 2000, 2:120-8.

23. Albrektsson T., Johansson C.: Osteoinduction, osteoconduction and osseointegration. „Eur Spine” J 2001, 10 (Suppl 2): S96-101.

24. Shalabi M.M., Gortemaker A., Van’t Hof M.A. i wsp.: Implant surface roughness and bone healing: a systematic review. „J Dent Res” 2006, 85:496-500.

25. Meyer U., Buchter A., Wiesmann H.P. i wsp.: Basic reactions of osteoblasts on structured material surfaces. „Eur Cell Mater” 2005, 9:39-49.

26. Schwartz Z., Kieswetter K., Dean D.D., Boyan B.D.: Underlying mechanisms at the bone-surface interface during regeneration. „J Periodontal Res” 1997, 32:166-71.

27. Morra M., Cassinelli C., Bruzzone G. i wsp.: Surface chemistry effects of topographic modification of titanium dental implant surfaces: 1. Surface analysis. „Int J Oral Maxillofac Implants” 2003, 18:40-5.

Osseointegration of zirconia implants compared with titanium – an in vivo study

Autorzy:

Rita Depprich¹, Holger Zipprich², Michelle Ommerborn³, Christian Naujoks¹, Hans-Peter Wiesmann^4, Sirichai Kiattavorncharoen⁵, Hans-Christoph Lauer², Ulrich Meyer¹, Norbert R. Kübler¹, Jörg Handschel¹

¹ Klinika Chirurgii Szczękowo-Twarzowej, Uniwersytet im. Heinricha Heinego w Düsseldorfie (Niemcy)

² Katedra Protetyki Stomatologicznej, Dział Inżynierii Materiałowej, Uniwersytet im. Johanna Wolfganga Goethego we Frankfurcie (Niemcy)

³ Klinika Stomatologii Zabiegowej i Zachowawczej z Endodoncją, Uniwersytet im. Heinricha Heinego w Düsseldorfie (Niemcy)

⁴ Klinika Chirurgii Szczękowo-Twarzowej, Westfalski Uniwersytet Wilhelma w Münster (Niemcy)

⁵ Klinika Chirurgii Ustnej i Szczękowo-Twarzowej, Uniwersytet Mahidol w Bangkoku (Tajlandia)

Streszczenie:
Tytan i jego stopy są powszechnie używane w produkcji implantów zębowych. Ponieważ skład i budowa biomateriału odgrywają podstawową rolę w procesie osteointegracji, opracowano różne chemiczne i fizyczne modyfikacje powierzchni, które mają sprzyjać gojeniu się kości. Implanty z dwutlenku cyrkonu wprowadzono jako alternatywę dla implantów tytanowych. Dwutlenek cyrkonu wydaje się być odpowiednim materiałem na implant z racji barwy przypominającej kolor naturalnego zęba, właściwości mechanicznych i biokompatybilności.

Summary:
Titanium and his alloys are widely used for fabrication of dental implants. Since the material composition and the surface topography of a biomaterial play a fundamental role in osseointegration, various chemical and physical surface modifications have been developed to improve osseous healing. Zirconia-based implants were introduced into dental implantology as an altenative to titanium implants. Zirconia seems to be a suitable implant material because of its tooth-like colour, its mechanical properties and its biocompatibility.