Wpływ czyszczenia języka na florę bakteryjną nalotu na jego powierzchni i płytki nazębnej – badanie skrzyżowane

Grzbiet języka, zajmujący dużą część śluzówki jamy ustnej, może być siedliskiem licznych mikroorganizmów, nie tylko paciorkowców, stanowiących typową florę jamy ustnej, ale też bakterii patogennych, odgrywających rolę w chorobach przyzębia [1-4], oraz drożdżaków, mogących powodować poważne zakażenia u osób z obniżoną odpornością, np. po zabiegach operacyjnych lub u obłożnie chorych w starszym wieku [5]. Takie mikroorganizmy wraz ze złuszczonymi komórkami nabłonka, cząsteczkami pokarmu i śliny tworzą nalot na powierzchni języka. Donoszono, że wykrywalność bakterii patogennych w nalocie na języku koreluje z ich obecnością w płytce nazębnej [6] i w stanach zapalnych przyzębia [4,7-9]. Natomiast po utracie wszystkich naturalnych zębów stwierdza się zmniejszoną częstość występowania pewnych szczepów periodontopatogennych w nalocie na języku [8, 10, 11].

Ponadto w okresach nieprzestrzegania higieny jamy ustnej liczba tych drobnoustrojów wzrasta wraz z gromadzeniem się nalotu na języku [12]. W oparciu o te stwierdzenia rozważano tezę, że nalot na języku i płytka nazębna pełnią rolę rezerwuaru i akceptora dla mikroorganizmów flory ustnej i że czyszczenie języka prawdopodobnie może wpływać hamująco na tworzenie się płytki. Jednakże badania nad tym związkiem dały sprzeczne wyniki. Gross i wsp. zauważyli redukcję płytki po czyszczeniu języka [13], podczas gdy Badersten i wsp. donieśli, że czyszczenie języka nie hamuje tworzenia płytki [14]. W innych badaniach, wykonując posiewy, stwierdzono jedynie niewielki spadek lub brak spadku całkowitej ilości bakterii, pomimo zmniejszenia nalotu na języku [15-17]. Dlatego stomatolodzy rzadko zalecają czyszczenie języka u zdrowych osób w celu innym niż zapobieganie przykremu oddechowi [18-20]. W przeprowadzonym badaniu wykorzystaliśmy schemat skrzyżowany, porównując zmiany w całkowitej ilości bakterii (ocenianej z wykorzystaniem PCR) w płytce nazębnej i nalocie na języku u osób stosujących i niestosujących czyszczenie języka.

Wcześniejsze publikacje donosiły o związkach pomiędzy periodontopatogenami w nalocie na języku i stanami chorobowymi w obrębie przyzębia [7-9], sugerując, że drobnoustroje periodontopatogenne są ważnym czynnikiem etiologicznym chorób przyzębia. Za najbardziej istotne patogeny uznano tzw. kompleks czerwony, czyli Porphyromonas gingivalis, Treponema denticola i Tannerella forsythia. Szczepy te rzadko są wykrywane w płytce nazębnej czy śluzówce jamy ustnej osób bez chorób przyzębia [4, 7, 9]. W porównaniu z nimi Fusobacterium nucleatum, również rozważana jako czynnik etiologiczny chorób przyzębia, bywa często izolowana z tych źródeł, niezależnie od stanu przyzębia [4, 21, 22]. Gatunek ten stanowi pomost między tzw. wczesnymi i późnymi kolonizatorami płytki nazębnej, mogąc tworzyć agregaty z różnymi drobnoustrojami, w tym także należącymi do kompleksu czerwonego [23-25]. Donoszono również, że jego wzrost jest zależny od grubości płytki, stwarzającej warunki beztlenowe [26]. Ponadto F. nucleatum w środowisku bogatym w tlen, a ubogim w CO₂ promuje wzrost P. gingivalis, jest zatem możliwe, że kolonizacja tym szczepem wyzwala kolonizację periodontopatogenami [27, 28]. Zgodnie z tym uważa się, że ilość F. nucleatum może odzwierciedlać bakteryjną komponentę narażenia na choroby przyzębia u osób dotychczas ich niewykazujących. W badaniu, oprócz zmian ilościowych liczby bakterii w nalocie na języku i płytce nazębnej, oceniliśmy zmiany jakościowe, porównując zawartość F. nucleatum w zebranych próbkach z całkowitą ilością bakterii, badaliśmy związek pomiędzy tymi wartościami.

MATERIAŁ I METODY

Grupa badana

Grupę badaną stanowiło 30 zdrowych ochotników w wieku 20-34 (śr. 23,7 ± 3,2) lat, bez chorób przyzębia, z pełnym uzębieniem, niepobierających leków przeciwbakteryjnych przez 3 miesiące przed badaniem. Wszyscy otrzymali ustne i pisemne informacje o badaniu i podpisali formularze zgody. Protokół naukowy został zatwierdzony przez komisję etyczną Wydziału Stomatologii Uniwersytetu Medycznego Iwate (nr 01140).

Projekt badania

Badanie było randomizowane, pojedynczo zaślepione (dla badających), skrzyżowane z 3-tygodniowym okresem przerwy [autorzy użyli określenia „washout period”, jednak nie jest ono adekwatne do sytuacji, oznaczając czas eliminacji z organizmu substancji farmakologicznie czynnej w badaniach klinicznych leków – przyp. tłum.].

Na początku pierwszego etapu u wszystkich badanych oceniono nalot na języku wizualnie za pomocą wskaźnika Winkela (Winkel tongue coating index, WTCI) [29]. W metodzie tej grzbiet języka dzieli się na 6 pól (3 przednie i 3 tylne) i dla każdego z nich ocenia się obecność nalotu w skali 3-punktowej (0 – brak nalotu, 1 – nalot cienki, 2 – nalot gruby), a następnie sumuje wszystkie punkty, uzyskując wartość od 0 do 12. Następnie badanych zrandomizowano na dwie grupy. Jedna otrzymała polecenie, aby czyścić język jednorazowym przyrządem z końcówką z gąbki uretanowej pokrytej tworzywem (Tongue Clean®, JCB Industry Ltd., Japonia) do czasu, aż badający wizualnie potwierdził całkowite usunięcie nalotu. Pozostali nie wykonywali tego zabiegu. Następnie wszyscy badani kontynuowali zabiegi higieniczne w zwykły sposób, nie oczyszczając w tym czasie języka jakąkolwiek metodą. W 3. i 10. dniu dokonano oceny nalotu i pobrano próbki nalotu oraz płytki nazębnej tak samo jak na początku badania, o tej samej porze dnia (mniej więcej pomiędzy 16.00 a 17.00). Następnie wprowadzono 3-tygodniową przerwę, podczas której badani prowadzili normalne zabiegi higieniczne bez czyszczenia języka, po czym grupy badane zostały zamienione, a procedury powtórzone. Oceny wizualnej i pobierania próbek dokonywał ten sam badacz, niepoinformowany o przydziale badanych do grup.

Pobieranie próbek

Wyjściowo, po osuszeniu grzbietu języka ligniną oraz strumieniem powietrza, pobierano materiał zgromadzony między brodawkami językowymi, przeciągając 3-krotnie (na długości ok. 1 cm) sterylną mikroszpatułką po powierzchni języka w polu środkowym tylnym. W 3. dniu pobierano próbkę w podobny sposób z jednego, losowo wybranego pola bocznego, w odległości 0,5 cm od miejsca wyjściowego, a w 10. dniu z pola przeciwległego. Próbki płytki nazębnej pobierano wyjściowo, również po osuszeniu ligniną, za pomocą sterylnego zgłębnika dentystycznego z całej powierzchni językowej obu pierwszych trzonowców i drugich przedtrzonowców żuchwy. W dniu 3. analogiczną metodą uzyskiwano je z tych samych zębów po losowo wybranej stronie, a w dniu 10. po stronie przeciwległej. Zaraz po określeniu masy próbek za pomocą wagi elektronicznej (AG245, Mettler Toledo, Szwajcaria), zanurzano je w roztworze soli fizjologicznej zbuforowanej fosforanem o pH 7,0 i 3 razy przemywano, po czym zamrażano w -80°C. Ponieważ wyjściowo próbki płytki pobierano z obu stron, do wyliczeń uzyskane wartości masy próbki i całkowitej ilości bakterii podzielono na połowę.

Ekstrakcja DNA

DNA wyekstrahowano z próbek, używając zestawu Wizard® (Promega, USA), zgodnie z dostarczoną przez producenta instrukcją izolowania genomowego DNA z bakterii Gram-dodatnich. Wyizolowany DNA rozpuszczono w buforze TE (10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA, pH 8,0) i przechowywano w 4°C.

Ilościowe określanie zawartości szczepów bakteryjnych w biofilmie techniką PCR w czasie rzeczywistym

Wykorzystano następujące primery:

• dla uniwersalnego 16 S rRNA starter przedni: TCG TGG AGC ATG TGG TTT AAT i starter wsteczny: TGC GGG ACT TAA CCC AAC [30];

• dla F. nucleatum ATCC25586, starter przedni: GCG GAA CTA CAA GTG TAG AGG TG i starter wsteczny: GTT CGA CCC CCA ACA CCT [31].

Temperatura hybrydyzacji dla obydwu wynosiła 60°C. Ilościowej oceny wszystkich bakterii i F. nucleatum w próbkach dokonano metodą PCR w czasie rzeczywistym z zastosowaniem barwnika SYBR® Green, wykrywającego amplikony 16 S rRNA. Każda mieszanka reagentów (o całkowitej objętości 20 μl) zawierała 1 μl (1 ng) matrycy, 7 μl wody ultraoczyszczonej, 10 μl SYBR® Premix Ex Taq™ II i po 1 μl startera przedniego i odwrotnego (10 μM). Badanie wykonywano na aparaturze Thermal Cycler Dice® (TaKaRa, Japonia), używając następującego profilu termicznego: 95°C przez 30 sekund, następnie 40 cykli 5-sekundowych w 95°C i 1 minuta w 60°C.

Krzywe dysocjacji uzyskano, inkubując reagenty w 95°C przez 15 sekund i w 60°C przez 30 sekund, a następnie stopniowo podnosząc temperaturę do 95°C przez 15 sekund. Pomiary fluorescencji wykonywano od końca fazy hybrydyzacji primera w 60°C przez 40 cykli amplifikacji z analizą krzywych dysocjacji. Krzywą standardową uzyskano w oparciu o znaną masę DNA genomowego izolowanego z E. coli ATCC 53868 i z F. nucleatum ATCC 25586. Uznano, że masa DNA genomowego dla 16 S rRNA uniwersalnego i F. nucleatum odzwierciedlać będzie całkowitą ilość bakterii ogółem oraz F. nucleatum. Tą drogą obliczono całkowitą ilość bakterii w każdej pobranej próbce i w jednostce masy (1 mg).

ANALIZA STATYSTYCZNA

Wszystkie wartości, za wyjątkiem wskaźnika WTCI, przekształcono logarytmicznie w celu znormalizowania. Zmienne poddano następującym analizom, po potwierdzeniu normalności testem Kołmogorowa-Smirnowa dla jednej próby. Różnice ilości bakterii w poszczególnych dniach badania przeanalizowano t-testem dla par z korektą Bonferroniego. Do badania związku pomiędzy dwoma zmiennymi wykorzystano analizę korelacji Pearsona. Ponadto, w celu oceny związków pomiędzy wielokrotnymi pomiarami zastosowano analizę głównych składowych. Porównanie między grupą stosującą i niestosującą czyszczenia języka, jeśli chodzi o stosunek całkowitej masy bakterii w dniu 3. i 10. do wartości wyjściowej, przeprowadzono za pomocą testu Wilcoxona. Analizy statystyczne wykonano na oprogramowaniu SPSS v. 20.0 (IBM), przyjmując za różnice statystycznie znamienne wartość p < 0,05.

WYNIKI I DYSKUSJA

Wartości wyjściowe

W chwili rozpoczęcia badania pomiędzy badanymi nie odnotowano znamiennych różnic wartości WTCI, masy zebranych próbek nalotu z języka i płytki nazębnej oraz ilości bakterii ogółem i F. nucleatum zarówno w całej objętości próbek, jak w przeliczeniu na 1 mg (tab. 1). Nie było również znamiennych różnic tych parametrów między pierwszym i drugim (po 3-tygodniowej przerwie) punktem wyjściowym (dane nieuwidocznione). Wyniki te wskazywały, że flora jamy ustnej wraca do poziomu wyjściowego podczas 3-tygodniowej przerwy, wskazując tym samym, że był to okres wystarczający dla przeprowadzenia badania skrzyżowanego.

Objętość próbek nalotu na języku była większa niż próbek płytki nazębnej, podczas gdy ilość zarówno bakterii ogółem, jak i F. nucleatum w 1 mg materiału była wyższa w płytce nazębnej. Świadczyło to o większym wyjściowym zagęszczeniu bakterii ogółem oraz F. nucleatum w płytce nazębnej niż w nalocie na języku. Ponadto F. nucleatum wykryto we wszystkich próbkach jednego i drugiego rodzaju, pobranych na początku badania.

Zmiany całkowitej ilości bakterii w nalocie z języka i płytce nazębnej po czyszczeniu języka

U badanych, którzy dokonali czyszczenia języka, średnia całkowita ilość bakterii w całych pobranych próbkach nalotu z języka była niższa w dniu 3. (4,11 ± 1,13 pg, średnia ± SD) niż wyjściowo (4,76 ± 1,18 pg). Porównania wewnątrzgrupowe, wykorzystujące t-test, dla par wykazały statystycznie znamienną wartość p (< 0,01) dla tej różnicy. Niższa całkowita ilość bakterii została również odnotowana w dniu 10. (4,14 ± 1,30 pg), jednak różnica w stosunku do wartości wyjściowej nie była znamienna (rys. 1). Natomiast u badanych, którzy nie czyścili języka, wartość całkowitej ilości bakterii nie różniła się znamiennie między poszczególnymi dniami (rys. 1b).

W zakresie masy genomu bakterii różnica pomiędzy wartością wyjściową oraz z dnia 3. w grupie czyszczącej język wynosiła 4,55 pg. Nasze wcześniejsze badanie wstępne wykazało, że dla E. coli masa 1 ng odpowiadała 3,6 × 104 CFU, stąd 4,55 pg równało się w przybliżeniu 1,9 log CFU E. coli.

Quirynen i wsp. [16] podali, że zmniejszenie ładunku bakteryjnego grzbietu języka po 6 miesiącach codziennego czyszczenia języka wyniosło < 0,4 log CFU, co nie stanowiło znamiennej różnicy w stosunku do wartości wyjściowej. Zasugerowali też, że trudność zredukowania ładunku bakteryjnego spowodowana jest szczególnymi cechami powierzchni języka, obfitującej w liczne zagłębienia tworzące idealne nisze dla adhezji i wzrostu bakterii oraz nie w pełni poddające się czyszczeniu. Jednak Bordas i wsp. [17] opisali znamienne zmiany (1,11-1,96 log CFU) ładunku bakteryjnego grzbietu języka po 3 dniach zeskrobywania nalotu z języka. Nasze obserwacje wydają się zgodne z drugą pracą, choć jej autorzy oparli się na wynikach posiewów. Z drugiej strony, biorąc pod uwagę różnice w objętości próbek i częstotliwości czyszczenia języka, odnotowany przez nas spadek ładunku bakteryjnego na skutek jednego zabiegu czyszczenia języka był większy i trwał przez dłuższy okres niż w tamtym doniesieniu. PCR w czasie rzeczywistym pozwala z bardzo dużą czułością ocenić całkowitą ilość bakterii, również takich, które nie dają się hodować (a te mogą stanowić 50% lub nawet większą część mikroflory jamy ustnej) [32, 33]. Toteż różnice pomiędzy naszym badaniem a poprzednimi publikacjami mogą wynikać głównie z różnic metodyki wykrywania bakterii.

Następnie, dla porównania całkowitej ilości bakterii w 3. i 10. dniu w stosunku do wyjściowych wartości pomiędzy grupami czyszczących i nieczyszczących języka, użyto testu Wilcoxona. Istniała tendencja do większego spadku ładunku bakteryjnego w stosunku do wyjściowego u osób, które dokonały czyszczenia języka, chociaż różnica nie była znamienna (p = 0,106). Ponadto nie było żadnej różnicy pomiędzy grupami w dniu 10. (p = 0,478). Zatem zarówno wcześniejsze, jak i obecne wyniki wskazują, że wpływ czyszczenia języka na obniżenie całkowitej ilości bakterii nie jest szczególnie istotny i pozostaje niejasne, czy zabieg ten wywiera praktyczny efekt redukcji ładunku bakteryjnego w całej jamie ustnej.

Z drugiej strony, średnia całkowita ilość bakterii w próbkach płytki nazębnej była znamiennie niższa w 3. i 10. dniu po usunięciu nalotu z języka w stosunku do wartości wyjściowej, co wykazano t-testem dla par z korektą Bonferroniego (rys. 2A). Takie samo zjawisko odnotowano jednak też u osób nieczyszczących języka (rys. 2B). Ponadto analogicznie zastosowany test Wilcoxona nie wykazał znamiennej różnicy między grupami (p = 0,280 w dniu 3., p = 0,380 w dniu 10.). Wyniki te wskazują, że czyszczenie języka nie przyczynia się do znamiennego zmniejszenia tworzenia się płytki nazębnej.

Zmiany wartości WTCI po czyszczeniu języka

W odróżnieniu od zmiennego profilu całkowitej ilości bakterii w nalocie z języka, wartości WTCI nie wykazały znamiennej różnicy w poszczególnych dniach badania w obu grupach (rys. 3). Te spostrzeżenia zgadzają się z pracą Chérel i wsp., którzy donieśli, że średnie wartości wskaźnika WTCI wracają do poziomu wyjściowego 2 dni po czyszczeniu języka [34]. Inne prace również wskazywały na rozbieżność pomiędzy zmianą ładunku bakteryjnego powierzchni języka a wartością WTCI po czyszczeniu języka [15-17]. Zatem można przyjąć, że wizualna metoda ocenia inne składniki nalotu języka niż mikroorganizmy. Z drugiej strony, nawet u osób nieczyszczących języka w dniu 3. i 10. odnotowano niewielkie spadki zarówno wartości WTCI, jak i całkowitej ilości bakterii w próbkach nalotu z języka w stosunku do wyjściowych (rys. 1B). Te spostrzeżenia mogły odpowiadać zmianom zachodzącym w sposób naturalny pomiędzy poszczególnymi dniami.

Zawartość F. nucleatum a całkowita ilość bakterii w nalocie z języka i płytce nazębnej 

W 3. dniu po czyszczeniu języka średnia ilość F. nucleatum w nalocie z języka uległa znamiennej redukcji w porównaniu z wyjściową (2,19 ± 1,18 vs 1,75 ± 1,29 log pg; p = 0,006). U badanych nieczyszczących języka nie odnotowano znamiennej różnicy pomiędzy dniem 0 i 3. (1,94 ± 1,27 vs. 2,02 ± 1,27 log pg; p = 0,726). W żadnej z grup nie było znamiennych różnic w dniu 10. W płytce nazębnej średnia ilość F. nucleatum w 3. dniu po czyszczeniu języka spadła, lecz nieznamiennie (2,07 ± 1,00 do 1,88 ± 0,87 log pg; p = 0,145). Podobny, również nieznamienny, spadek został zaobserwowany u badanych niestosujących czyszczenia języka (1,98 ± 1,23 do 1,59 ± 1,00 log pg; p = 0,019). Ponieważ profil zmian był podobny jak w zakresie całkowitej ilości bakterii, zanalizowaliśmy związek pomiędzy wartościami tych parametrów z wykorzystaniem analizy korelacji Pearsona, znajdując znamienną wartość współczynnika korelacji. Stopień zależności wykazywał systematycznie wysoką wartość zarówno w próbkach nalotu z języka, jak i płytki nazębnej na wszystkich etapach badania (rys. 4 i 5). Te wyniki wskazują, że F. nucleatum stanowi określoną część całkowitej liczby bakterii tak w nalocie na języku, jak i w płytce nazębnej zarówno podczas ich tworzenia się, jak też w fazie stabilnej. Ponadto w niniejszym badaniu F. nucleatum wykryto we wszystkich próbkach nalotu z języka i płytki nazębnej u osób ze zdrowym przyzębiem, u których, jak podawano, wykrywalność periodontopatogenów „kompleksu czerwonego” bywa ekstremalnie niska [3-6, 32]. W jednej z prac zauważono, że kolonizacja F. nucleatum indukuje zasiedlanie płytki nazębnej przez gatunki należące do wczesnych i późnych kolonizatorów [24]. Ponadto uprzednio donosiliśmy o mocnej korelacji między płytką nazębną a nalotem z języka w zakresie kolonizacji „kompleksem czerwonym” [6]. Toteż możliwe jest, że wzrost ilości F. nucleatum w nalocie z języka i płytce nazębnej wskazuje, iż środowisko to jest korzystne dla patogennych bakterii, tym samym zwiększając ryzyko chorób przyzębia. Jednakże nie badaliśmy obecności gatunków należących do „kompleksu czerwonego”, co stanowi ograniczenie badania.

Zależności między objętością pobranych próbek nalotu z języka i płytki nazębnej a ładunkiem bakteryjnym

W celu oceny sprzeczności i zależności pomiędzy wynikami aktualnego i poprzednich badań dokonaliśmy analizy głównych składowych, biorąc pod uwagę mokrą masę próbek, całkowitą ilość wszystkich bakterii oraz F. nucleatum (pg/mg) w próbkach nalotu z języka i płytki nazębnej wraz z wartościami WTCI. Tab. 2 wskazuje wartości dla poszczególnych pomiarów po zastosowaniu rotacji Varimax [metoda statystyczna używana w analizie czynnikowej – przyp. tłum.]. Pierwsza składowa wykazała silny związek z ilością bakterii ogółem oraz F. nucleatum w płytce nazębnej i umiarkowany z mokrą masą płytki nazębnej. Natomiast druga składowa była związana wyłącznie z całkowitą ilością bakterii ogółem oraz F. nucleatum w nalocie z języka. Mokra masa nalotu z języka oraz wartość WTCI tworzyły kolejną grupę, wykazującą związek z trzecią składową. Te wyniki dowodziły, że zmiany ilości bakterii w próbkach nalotu z języka i płytki nazębnej są w dużej mierze od siebie niezależne. Ponadto wartości WTCI wykazywały ścisły związek z mokrą masą nalotu z języka. Lundgren i wsp. również znaleźli bliską zależność między mokrą masą zeskrobin z języka a WTCI [35]. Z drugiej strony w naszym badaniu pomiary objętości pobranych próbek wykazały słaby do umiarkowanego związek z ilością bakterii. Może to wyjaśniać zaobserwowany przez nas brak zbieżności WTCI i ilości bakterii po czyszczeniu języka.

Nasze obecne obserwacje dostarczają dodatkowych dowodów w kwestii skuteczności czyszczenia języka, choć badanie miało pewne ograniczenia. Po pierwsze, dokładna ocena ilościowa z zastosowaniem PCR w czasie rzeczywistym wykazała, że mechaniczne czyszczenie języka wywiera dłuższy efekt redukowania ładunku bakteryjnego na przestrzeni czasu, niż stwierdzano w poprzednich pracach, gdzie posługiwano się hodowlą bakterii. Jednakże pozostaje niejasne, czy niewielkie obniżenie ilości bakterii, jakie odnotowaliśmy, przyczynia się do ogólnego stanu zdrowia jamy ustnej. Po drugie, czyszczenie języka nie hamowało tworzenia płytki nazębnej, jako że ilość bakterii w tych dwóch regionach jamy ustnej wykazywała zupełnie inny wzorzec zmienności. Dalej, ilość bakterii w pobranych próbkach nie odzwierciedla w pełni ładunku bakteryjnego w miejscach tworzenia się nalotów. Ponadto zawartość F. nucleatum w nalocie na języku i płytce nazębnej wzrasta wraz ze wzrostem ogółu bakterii, co sugeruje wzrost ładunku patogennych szczepów w nalocie na języku. Te spostrzeżenia doprowadziły nas do wniosku, że aby zredukować ilość bakterii na języku i powierzchniach zębów oraz poprawić stan przyzębia, wskazane jest i czyszczenie języka, i szczotkowanie zębów.

WNIOSKI

Czyszczenie języka wywierało dłuższy efekt redukowania ładunku bakteryjnego na przestrzeni czasu, niż można to ocenić wizualnie. Jednakże nie miało ono oczywistego wpływu hamującego na tworzenie się płytki nazębnej. Toteż dla zredukowania ładunku bakteryjnego wskazane jest i czyszczenie języka, i szczotkowanie zębów.

Autorzy:

Miki Matsui, Mitsuo Kishi, Kentaro Minami
Dział Stomatologii Prewencyjnej, Katedra Chorób Jamy Ustnej, Wydział Stomatologii Uniwersytetu Medycznego Iwate w Morioka (Japonia)
Naoyuki Chosa
Dział Nauk Biosygnalnych, Katedra Biochemii, Wydział Podstaw Medycyny Uniwersytetu Medycznego Iwate w Morioka (Japonia)
Yu Shumoyama, Shigenobu Kimura
Dział Mikrobiologii Molekularnej, Katedra Biochemii, Wydział Podstaw Medycyny Uniwersytetu Medycznego Iwate w Morioka (Japonia)

.

Streszczenie:
W randomizowanym, pojedynczo zaślepionym (dla badających) badaniu skrzyżowanym oceniono zmiany całkowitej ilości bakterii ogółem oraz Fusobacterium nucleatum w nalocie na powierzchni języka i płytce nazębnej. Czyszczenie języka zmniejszało ilość bakterii w nalocie na powierzchni języka, nie miało natomiast oczywistego wpływu na tworzenie się płytki nazębnej. Toteż dla zachowania pełnego zdrowia jamy ustnej zaleca się, aby czyścić język i zęby.

Konflikt interesów
Autorzy oświadczają, że nie zachodzi żaden konflikt interesów.

Udział autorów
M.M. kierowała badaniem, odpowiadała za procedury techniczne, w tym obróbkę próbek, oczyszczanie genomu i badania PCR, a także za napisanie wstępnej wersji pracy. N.C. i Y.S. przeprowadzili badania mikrobiologiczne i ustalili optymalne warunki wykrycia bakterii w próbkach. K.M. brał udział w badaniach klinicznych i pobieraniu próbek. S.K. brał udział w badaniach mikrobiologicznych i pomagał w sporządzeniu wstępnej wersji pracy. M.K. nadzorował badanie i pisanie pracy, brał też udział w przeprowadzaniu analiz statystycznych. Wszyscy przeczytali i zatwierdzili jej ostateczną wersję.

Podziękowania
Badanie zostało po części sfinansowane z grantu naukowego Ministerstwa Edukacji, Nauki, Sportu i Kultury (C 22592343).

TŁUMACZENIE:

lek. med. Dorota Tukaj
“BMC Oral Health” 2014, 14:4

Piśmiennictwo:

1. Kazor C.E., Mitchell P.M., Lee A.M. et al.: Diversity of bacterial populations on the tongue dorsa of patients with halitosis and healthy patients. “J Clin Microbiol” 2003, 41(2):558-563.

2. Kishi M., Kimura S., Ohara-Nemoto Y. et al.: Oral malodor and periodontopathic microorganisms in tongue coat of periodontally healthy subjects. “Dent Jpn” 2002, 38:24-28.

3. Mager D.L., Ximenez-Fyvie L.A., Haffajee A.D., Socransky S.S.: Distribution of selected bacterial species on intraoral surfaces. “J Clin Periodontol” 2003, 30(7):644-654.

4. Tanner A.C., Paster B.J., Lu S.C. et al.: Subgingival and tongue microbiota during early periodontitis. “J Dent Res” 2006, 85(4):318-323.

5. Cheng S.C., Joosten L.A.B., Kullberg B.J., Netea M.G.: Interplay between Candida albicans and the mammalian innate host defense. “Infect Immun” 2012, 80(4):1304-1313.

6. Kishi M., Ohara-Nemoto Y., Takahashi M. et al.: Prediction of periodontopathic bacteria in dental plaque of periodontal healthy subjects by measurement of volatile sulfur compounds in mouth air. “Arch Oral Biol” 2013, 58(3):324-330.

7. Cortelli J.R., Aquino D.R., Cortelli S.C. et al.: Etiological analysis of initial colonization of periodontal pathogens in oral cavity. “J Clin Microbiol” 2008, 46(4):1322-1329.

8. Kishi M., Ohara-Nemoto Y., Takahashi M. et al.: Relationship between oral status and prevalence of periodontopathic bacteria on the tongues of elderly individuals. “J Med Microbiol” 2010, 59(11):1354-1359.

9. Kuboniwa M., Amano A., Kimura K.R. et al.: Quantitative detection of periodontal pathogens using real-time polymerase chain reaction with TaqMan probes. “Oral Microbiol Immunol” 2004, 19(3):168-76.

10. Danser M.M., van Winkelhoff A.J., de Graaff J. et al.: Short-term effect of full-mouth extraction on periodontal pathogens colonizing the oral mucous membranes. “J Clin Periodontol” 1994, 21(7):484-489.

11. Tachibana M., Yoshida A., Ansai T. et al.: Prevalence of periodontopathic bacteria on the tongue dorsum of elderly people. “Gerodontology” 2006, 23(2):123-126.

12. Faveri M., Feres M., Shibli J.A. et al.: Microbiota of the dorsum of the tongue after plaque accumulation: an experimental study in humans. “J Periodontol” 2006, 77(9):1539-1546.

13. Gross A., Barnes G.P., Lyon T.C.: Effect of tongue brushing on tongue coating and dental plaque scores. “J Dent Res” 1975, 54(6):1236.

14. Badersten A., Egelberg J., Jönsson G., Kroneng M.: Effect of tongue brushing on formation of dental plaque. “J Periodontol” 1975, 46(10):625-7.

15. Quirynen M., Avontroodt P. et al.: Impact of tongue cleansers on microbial load and taste.” J Clin Periodontol” 2004, 31(7):506-510.

16. Quirynen M., Zhao H., Soers C. et al.: The impact of periodontal therapy and the adjunctive effect of antiseptics on breath odorrelated outcome variables: a double blind randomized study. “J Periodontol” 2005, 76(5):705-712.

17. Bordas A., McNab R., Staples A.M. et al.: Impact of different tongue cleaning methods on the bacterial load of the tongue dorsum. “Arch Oral Biol” 2008, 53(Suppl 1):S13-18.

18. Kishi M., Namioka T., Onodera N. et al.: Prevalence of tongue cleaning habit and related factors in healthy individuals in Iwate Prefecture, Japan. “J Dent Health” 2012, 62(1):14-22.

19. Yaegaki K., Sanada K.: Biochemical and clinical factors infiuencing oral malodor in periodontal patients. “J Periodontol” 1992, 63(9):783-789.

20. Danser M.M., Gomez S.M., van der Weijden G.A.: Longue coating and tongue brushing: a literature review. “Int J Dent Hyg“ 2003, 1(3):151-158.

21. Chew J., Zilm P.S., Fuss J.M., Gully N.J.: A proteomic investigation of Fusobacterium nucleatum alkaline-induced biofilms. “BMC Microbiol” 2012, 12(3):189.

22. Signat B., Roques C., Poulet P., Duffaut D.: Role of Fusobacterium nucleatum in periodontal health and disease. “Curr Issues Mol Biol” 2011, 13(2):25-36.

23. Socransky S., Haffajee A., Cugini M. et al.: Microbial complexes in subgingival plaque. “J Clin Periodontol” 1998, 25(2):134-144.

24. Kolenbrander P.E., London J.: Adhere today, here tomorrow: oral bacterial adherence. “J Bacteriol” 1993, 175(11):3247-3252.

25. Socransky S.S., Haffajee A.D.: Dental biofilms: difficult therapeutic targets. “Periodontol 2000” 2002, 28(1):12-55.

26. Ritz H.L.: Microbial population shifts in developing human dental plaque. “Arch Oral Biol” 1967, 12(12):1561-1568.

27. Kobayashi N., Ishihara K., Sugihara N. et al.: Colonization pattern of periodontal bacteria in Japanese children and their mothers. “J Periodontal Res” 2008, 43(2):156-161.

28. Diaz P.I., Zilm P.S., Rogers A.H.: Fusobacterium nucleatum supports the growth of Porphyromonas gingivalis in oxygenated and carbon-dioxide-depleted environments. “Microbiology” 2002, 148(2):467-472.

29. Winkel E.G., Roldan S., Van Winkelhoff A.J.,
Herrera D., Sanz M.: Clinical effects of a new mouthrinse containing chlorhexidine, cetylpyridinium chloride and zinc-lactate on oral halitosis. “J Clin Periodontol” 2003, 30(4):300-306.

30. Yang S., Lin S., Kelen G.D. et al.: Quantitative multiprobe PCR assay for simultaneous detection and identification to species level of bacterial pathogens. “J Clin Microbiol’ 2002, 40(9):3449-3454.

31. Saygun I., Kubar A., Sahin S., Sener K., Slots J.: Quantitative analysis of association between herpesviruses and bacterial pathogens in periodontitis. “J Periodontal Res” 2008, 43(3):352-359.

32. Socransky S.S., Gibbons R.J., Dale A.C. et al.: The microbiota of the gingival crevice area of man. I. Total microscopic and viable counts and counts of specific organisms. “Arch Oral Biol” 1963, 8:275-280.

33. Aas J.A., Paster B.J., Stokes L.N., Olsen I.,
Dewhirst F.E.: Defining the normal bacterial flora of the oral cavity. “J Clin Microbiol” 2005, 43(11):5721-5732.

34. Chérel F., Mobilia A., Lundgren T. et al.: Rate of reformation of tongue coatings in young adults. “Int J Dent Hyg“ 2008, 6(4):371-375.

35. Lundgren T., Mobilia A., Hallström H., Egelberg J.: Evaluation of tongue coating indices. “Oral Dis” 2007, 13(2):177-80.