Zachowanie się komórek osteoblastów w hodowli na powierzchniach tytanowych i cyrkonowych

Celem implantologii jest zaprojektowanie elementów, które indukują kontrolowaną, sterowaną i szybką integrację z otaczającymi tkankami [1]. Zjawiska prowadzące do integracji implantu i ostatecznie do jego sukcesu lub niepowodzenia w dużej mierze mają miejsce na styku tkanka-implant, a osteoblasty pokrywające powierzchnię implantu są komórkami decydującymi o odpowiedzi tkankowej przy powierzchni biomateriału [2]. W oparciu o wyniki licznych badań in vitro wiadomo już, że morfologia powierzchni zdecydowanie przesądza o zachowaniu się osteoblastów [2-4]. 

Materiały do produkcji implantów

Tytan (Ti) i stopy tytanu dzięki swojej doskonałej biokompatybilności są powszechnie używane jako materiały do produkcji implantów. Opracowano liczne modyfikacje powierzchni, mające poprawić interakcję z przylegającymi komórkami. Oprócz implantów tytanowych z powierzchnią maszynową (niemodyfikowaną) lub z powłoką z napylanej plazmy tytanowej, na rynku dostępna jest znaczna liczba implantów z powierzchnią modyfikowaną przez piaskowanie i/lub trawienie kwasem.

Dwutlenek cyrkonu (ZrO₂) jest bioobojętnym, niewchłanialnym tlenkiem metalu, posiadającym właściwości mechaniczne lepsze od innych biomateriałów ceramicznych, np. aluminy. Ma on dobrą stabilność chemiczną i wymiarową, dużą twardość i wytrzymałość [5]. Tetragonalny polikrystaliczny dwutlenek cyrkonu (TZP) jest od późnych lat 80. używany do produkcji główek kości udowej w całkowitych protezach stawu biodrowego [6]. Z racji barwy przypominającej kolor naturalnego zęba, doskonałych właściwości mechanicznych i dobrej biokompatybilności podjęto próby wprowadzenia ceramiki cyrkonowej do zastosowań stomatologicznych. Opisano dobre efekty wykorzystania go w leczeniu martwych zębów [7, 8], do odbudów protetycznych w postaci pojedynczych koron i mostów [9] oraz do nadbudów ceramicznych [10]. Uznano go również za alternatywę dla tytanu w aspekcie produkcji implantów.

Tytan wykazuje wybitną odporność na korozję z powodu charakterystycznej warstwy tlenku pokrywającej powierzchnię, donoszono jednak o jego gromadzeniu się w narządach wewnętrznych i węzach chłonnych po wszczepieniu implantów [11]. Opisywano też galwaniczne efekty uboczne po styczności ze śliną i fluorkiem [12]. Choć reakcje alergiczne na tytan są bardzo rzadkie, wykazano możliwość nadwrażliwości typu komórkowego [13, 14]. Główną wadą tytanu jako biomateriału jest jego ciemnoszary kolor. Niekorzystne warunki w obrębie tkanek miękkich lub recesja dziąseł mogą powodować defekt estetyczny, zwłaszcza w regionie siekaczy szczęki [15]. Kliniczne wykorzystanie dwutlenku cyrkonu napotyka na ograniczenia, ponieważ modyfikowanie powierzchni jest trudne, a gładkie powierzchnie implantu nie są korzystne dla osteointegracji z racji słabej interakcji z tkankami [1].

Kilka doświadczeń na zwierzętach i liczne opisy przypadków wykazały, że implanty cyrkonowe mają zdolność osteointegracji podobną jak tytanowe, sugerując, że dwutlenek cyrkonu może być odpowiednim materiałem na implanty [16-19]. Jednakże niewiele jest danych dotyczących wpływu topografii powierzchni na odpowiedź osteoblastów stykających się z ceramiką cyrkonową [20]. Reakcje komórkowe na powierzchniach są silnie uwarunkowane systemem używanym do hodowli komórek [21]. Ponieważ najszerzej wykorzystywane linie komórkowe kostniakomięsaka nie prezentują in vitro pełnego wzorca cech osteoblastów, dla oceny reakcji osteoblastów na powierzchni biomateriału lepsze wydaje się użycie pierwotnych komórek, które nie uległy transformacji [2]. Publikowane badanie miało na celu porównanie zachowania się pierwotnych osteoblastów bydlęcych na strukturyzowanych powierzchniach cyrkonowych i tytanowych w warunkach standaryzowanych. Oceniono i porównano kinetykę przyczepności, tempo proliferacji oraz produkcję białek kostnych na obu powierzchniach.

Fot. 1. Skaningowa mikroskopia elektronowa krążków z dwutlenku cyrkonu (po lewej)
z widocznymi pojedynczymi porami na gładkiej powierzchni i krążków tytanowych (po prawej)
z chropowatą powierzchnią i licznymi porami i rowkami różnej wielkości (2 kV, pow. 500x).

Rys. 1. Tempo proliferacji osteoblastów na różnie wykończonych powierzchniach w dniu 1, 3 i 5. Wzrost liczebności komórek został stwierdzony w okresie obserwacji na wszystkich powierzchniach. Stwierdzono znamiennie większą proliferację komórek na powierzchniach cyrkonowych niż tytanowych i polistyrenowych w dniu 1, 3 i 5. Znamienność statystyczną (p < 0,05) w teście t-Studenta oznaczono strzałkami.

Materiał i metoda

Porównano zmodyfikowaną (trawioną kwasem) powierzchnię cyrkonową z trawioną kwasem powierzchnią tytanową, używając jako kontroli standardowych 24-dołkowych płytek do hodowli komórek (z polistyrenu). Krążki cyrkonowe (średnica 12 mm, grubość 1 mm) wykonane zostały z tetragonalnego, polikrystalicznego dwutlenku cyrkonu stabilizowanego itrem, a krążki tytanowe (średnica 13 mm, grubość 1,5 mm) z handlowo czystego tytanu. Oba materiały dostarczyła firma Konus Dental Implants (Niemcy). Oceny powierzchni cyrkonowej i tytanowej dokonano za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego {SEM} z emisją polową o dużej rozdzielczości, JEOL 6300 F (JEOL, Niemcy), wyposażonego w system analityczny EDX. Krążki cyrkonowe i tytanowe starannie umyto w wodzie, wypłukano w 70-proc. etanolu i poddano czyszczeniu ultradźwiękowemu przez 20 min w alkoholu absolutnym. Następnie osuszono powietrzem, poddano sterylizacji promieniami gamma i trzymano w sterylnych warunkach do chwili wykorzystania.

Hodowla komórkowa pierwotnych osteoblastów

W badaniu wykorzystano pierwotne bydlęce osteoblasty. Ich pozyskanie i hodowlę przeprowadzono wg wskazówek Jonesa i wsp. [22]. W warunkach sterylnych pobrano okostną z bydlęcej kości śródręcza. Komórki okostnej hodowano przez 4-5 tygodni w 37°C, w atmosferze 5-proc. CO₂ i 100-proc. wilgotności na podłożu stymulującym wzrost (High GEM, Flow Laboratories, Wielka Brytania) z dodatkiem 10% surowicy bydlęcego płodu (FBS, Gibco Laboratories, USA). Podłoże wymieniano raz w tygodniu. Różnicowanie osteoblastów sprawdzano przez wykrywanie obecności osteokalcyny/osteonektyny i wysokiej aktywności fosfatazy alkalicznej. Gdy komórki osiągnęły stadium konfluencji, zostały zebrane [20 min inkubacji w 37°C z 0,4 g kolagenazy, 98,8 mg HAM’s F10 w 10 ml HEPES (kwas 2-4-(2-hydroksyetylo)-1-piperazynoetanosulfonowy); kilkakrotne przemycie buforem PBS; dalsza inkubacja przez 15 min z 300 mg EDTA – Na, 200 mg KCl, 8 g NaCl, 1 g NaHCO₃, 50 mg NaH₂PO₄ i 1 g glukozy/l] i odwirowane. Uzyskany pellet komórkowy ponownie zawieszono w buforze i komórki zliczono za pomocą licznika komórek (CASY® I Modell TT, Schärfe System, Niemcy).

Proliferacja komórek

Proliferację komórek oceniano po 1, 3 i 5 dniach. Komórki zabarwiono barwnikiem fluorescencyjnym (Vybrant® CM DiI, Molecular Probes, Holandia) i posiano 10 000/cm² osteoblastów na krążki cyrkonowe/tytanowe lub płytki kontrolne. Doświadczenie powtórzono przynajmniej trzykrotnie. Osteoblasty utrwalono metanolem i wybarwiono błękitem metylenowym i błękitem lazurowym zgodnie z metodą opisaną przez Richardsona. Morfometrycznej oceny komórek dokonano za pomocą mikroskopu świetlnego. Dla oceny liczby komórek wykonano fotografie cyfrowe w standaryzowanych warunkach, użyto oprogramowania Analysis 3.0 (Olympus Soft Imaging System, Niemcy).

Oddzielanie komórek

Aby określić adhezję komórek do powierzchni różnych materiałów, 60 000/cm² osteoblastów posiano na krążki cyrkonowe/tytanowe lub płytki kontrolne. Po inkubacji przez 24 h w 37°C, dodano 500 μl 0,25-proc. roztworu trypsyny (rozcieńczonego PBS w stosunku 1 : 2) i po 5, 15, 25, i 35 min pobrano równe objętości (400 μl) zawiesiny komórek. Komórki zliczono za pomocą licznika. Jako kontrolę usunięto z dołków pozostałe 500 μl i dodano 500 μl 0,25-proc. roztworu trypsyny (nierozcieńczonego), by oddzielić pozostałe komórki. Po 5 min kontaktu i przepłukaniu PBS pobrano równe objętości (400 μl) zawiesiny komórek, które zliczono za pomocą licznika.

Badania immunocytochemiczne

W celu oceny różnicowania osteoblastów oznaczono metodami immunocytochemicznymi ekspresję kolagenu I, osteokalcyny i osteonektyny. 60 000/cm² osteoblastów posiano na krążki cyrkonowe/tytanowe na płytkach 24-dołkowych lub polistyrenowe na płytkach 6-dołkowych. Po inkubacji przez 7, 14 lub 28 dni na podłożu High GEM w temp. 37°C, w atmosferze 5-proc. CO₂, zgodnie z instrukcjami producentów użyto następujących przeciwciał pierwszorzędowych: królicze przeciwciało poliklonalne przeciw kolagenowi typu I (Biotrend, Niemcy), mysie przeciwciało monoklonalne przeciw osteokalcynie (TaKaRa Bio, MoBiTec, Niemcy) i królicze przeciwciało poliklonalne przeciw osteonektynie (SPARC; Chemicon Millipore GmbH, Niemcy). Jako przeciwciała drugorzędowe wykorzystano, zgodnie z instrukcją producenta, przeciwciała znakowane Alexa Fluor® 488 (MoBiTec, Niemcy). Wykonano fotografie cyfrowe w standaryzowanych warunkach, użyto oprogramowania Analysis 3.0.

Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM)

Morfologię komórek zbadano po 2 h, 4 h i 7 dniach. Pierwotne osteoblasty posiano z gęstością 15 000/cm² na krążki cyrkonowe/tytanowe oraz dla kontroli na gładkie krążki tytanowe i inkubowano przez 2 lub 4 h w 37°C w atmosferze 5-proc. CO₂ na podłożu High GEM. Dla zbadania komórek w stadium konfluencji po 7 dniach wysiano w analogiczny sposób 40 000/cm² osteoblastów i inkubowano w takich samych warunkach. Komórki utrwalono 2,5-proc. aldehydem glutarowym przez 3 h, a następnie przemyto PBS. Po napyleniu złotem (Bal-tec Ag, Liechtenstein) próbki oceniono w elektronowym mikroskopie skaningowy JEOL 6300 F (JEOL, Niemcy).

Analiza statystyczna

Analizę statystyczną przeprowadzono za pomocą testu t-Studenta i testu U Manna-Whitneya. Za poziom znamienności przyjęto p < 0,05. Doświadczenia powtórzono trzykrotnie.

Fot. 2. Analiza immunocytochemiczna charakterystycznych białek kostnych. Po 7 dniach pozakomórkowa ekspresja kolagenu I i osteonektyny jest ewidentna na wszystkich badanych powierzchniach. Widoczna rozproszona ekspresja osteokalcyny (pow. 20x).

Fot. 3. Po 28 dniach ekspresja kolagenu I, osteokalcyny i osteonektyny jest nadal wyraźna na wszystkich badanych powierzchniach. Obserwuje się minimalnie gęstsze nagromadzenie się siateczkowatych włókien kolagenu na powierzchniach cyrkonowych niż na tytanowych (pow. 20x).

Fot. 4. Osteoblasty po 7 dniach inkubacji utworzyły zwartą warstwę na powierzchniach cyrkonowych (po lewej) i tytanowych (po prawej) (2 kV, pow. 100x).

Wyniki

Topografia powierzchni

Skaningowa mikroskopia elektronowa wykazała zauważalne różnice pomiędzy powierzchniami cyrkonowymi a tytanowymi (fot. 1). Powierzchnia tytanowa była chropowata z obecnością licznych porów i rowków różnej wielkości, rozproszonych regularnie po całej powierzchni. Natomiast powierzchnia cyrkonowa miała wygląd gładki z pojedynczymi porami.

Spektroskopia z dyspersją energii promieniowania rentgenowskiego 

Spektroskopia z dyspersją energii promieniowania rentgenowskiego potwierdziła charakterystyczny skład handlowo czystego tytanu i dwutlenku cyrkonu. Krążki tytanowe składały się z tytanu i tlenu, lecz wykryto także ślady krzemu i węgla. Dwutlenek cyrkonu składał się z cyrkonu (Zr) i tlen (O), lecz wykryto także hafn (Hf), często towarzyszący ZrO₂.

Proliferacja komórek

Proliferację komórek oceniono na różnych powierzchniach. Stwierdziliśmy wzrost liczebności komórek w okresie obserwacji na wszystkich powierzchniach (rys. 1). W dniu 1 proliferacja komórek była znamiennie większa na powierzchniach cyrkonowych niż kontrolnych polistyrenowych (p = 0,000), a podobna jak na tytanowych (p = 0,158). W dniu 3 proliferacja komórek była znamiennie większa na powierzchniach cyrkonowych niż polistyrenowych (p = 0,037) i tytanowych (p = 0,002). W dniu 5 proliferacja komórek była nadal znamiennie większa na powierzchniach cyrkonowych niż tytanowych (p = 0,001) albo polistyrenowych (p = 0,001).

Oddzielanie komórek

W każdym punkcie czasowym mniej komórek zostawało oddzielonych od powierzchni tytanowych niż cyrkonowych albo polistyrenowych. Liczba komórek oddzielonych od powierzchni tytanowych pozostawała stale na niskim poziomie przez cały okres obserwacji. Natomiast liczba komórek oddzielonych od powierzchni cyrkonowych podwoiła się między 5 a 15 min, ale później pozostała stała. W grupie kontrolnej liczba komórek oddzielonych od powierzchni polistyrenowych nieco wzrosła, a po 35 min zwiększyła się czterokrotnie. Analiza statystyczna potwierdziła znamiennie wyższe tempo oddzielania komórek z powierzchni cyrkonowych w porównaniu z tytanowymi po 5 min (p = 0,047), 15 min (p = 0,009) i 25 min (p = 0,009), ale nie po 35 min (p = 0,1). Różnice pomiędzy powierzchniami cyrkonowymi a kontrolnymi były nieznamienne (p < 0,05) w każdym punkcie czasowym.

Badania immunocytochemiczne

Po 7 dniach ekspresja kolagenu I, osteokalcyny i osteonektyny była wyraźna na wszystkich badanych powierzchniach. Komórki były jednolicie rozproszone na powierzchni materiałów. Ekspresja osteokalcyny na wszystkich innych powierzchniach była niższa niż kolagenu I i osteonektyny (fot. 2). Po 14 dniach hodowli zwiększona ekspresja kolagenu I widoczna była szczególnie na powierzchniach tytanowych i cyrkonowych, podczas gdy ekspresja osteokalcyny i osteonektyny nie wykazywała żadnych uchwytnych różnic. Ekspresja charakterystycznych białek kostnych po 28 dniach była wciąż wykrywalna na wszystkich próbkach i nie wykazywała żadnych znamiennych różnic pomiędzy powierzchniami tytanowymi, cyrkonowymi i polistyrenowymi, za wyjątkiem minimalnie gęstszego nagromadzenia się kolagenu na powierzchniach cyrkonowych niż tytanowych (fot. 3).

Skaningowa mikroskopia elektronowa {SEM}

Skaningowa mikroskopia elektronowa próbek z posianymi osteoblastami po 2 h wykazała typowe płaskie wielokątne komórki regularnie rozmieszczone na powierzchniach tytanowych i cyrkonowych. Widoczne były rozchodzące się promieniście filopodia. Po 4 h hodowli morfologia komórek na obu powierzchniach była podobna jak po 2 h i nie wykazywała żadnych znamiennych różnic. W komórkach widoczne były filopodia rozchodzące się po powierzchni. Po 7 dniach na obu rodzajach powierzchni utworzyła się warstwa konfluentna o wyglądzie mozaikowym (fot. 4). Nie wykryto ultrastrukturalnych cech komórek apoptotycznych o kształcie fibroblastów. Nie stwierdzono też znamiennych różnic pomiędzy próbkami.

Dyskusja 

Skład i mikrotopografia podłoża to ważne czynniki wpływające na wzrost i różnicowanie osteoblastów [23]. Wyniki tego badania potwierdzają wcześniejsze obserwacje, że komórki osteoblastopodobne wykazują wrażliwość na chropowatość powierzchni i skład materiału [24, 25].

Wykazano, że komórki osteoblastopodobne (MG63) hodowane na szorstkich (tytanowych) powierzchniach charakteryzowały się zmniejszonym tempem proliferacji, a zwiększoną aktywnością fosfatazy zasadowej i produkcją osteokalcyny [23, 26, 27]. W publikowanym badaniu jako modelową hodowlę wykorzystano pierwotne osteoblasty bydlęce, ponieważ większość linii transformowanych komórek kostniakomięsaka nie prezentuje kompletnego wzorca różnicowania in vitro. Reakcje komórek zależne od podłoża są generalnie trudne do oceny w przypadkach linii komórkowych wywodzących się z osteoblastów. Dotychczas nie opublikowano prac opisujących zachowanie się pierwotnych osteoblastów na zmodyfikowanych powierzchniach cyrkonowych, a jedynie kilka publikacji skupiało się na reakcjach komórkowych różnych komórek osteoblastopodobnych na materiałach cyrkonowych wykorzystywanych do produkcji implantów. Aldini i wsp. analizowali in vitro i in vivo reakcje komórek osteoblastopodobnych na powierzchniach cyrkonowych niepowlekanych lub powleczonych biologicznym szkłem. Obecność w hodowli fragmentów materiału nie wpłynęła na żywotność i metabolizm ludzkich komórek osteo-blastopodobnych (HOS/TE 85) [29]. Ko i wsp. również użyli komórek HOS w celu zbadania wyjściowej odpowiedzi komórek kostnych na czysty tytan i ceramikę kompozytową cyrkonowo-aluminową [(Y, Nb) – TZP/alumina], wykrywając w 8 dniu duże tempo proliferacji komórek i wysoką aktywność fosfatazy alkalicznej. Najnowsze publikacje opisują badanie reakcji komórek osteoblastopodobnych (MG63) na powierzchniach cyrkonowych z wykorzystaniem mikromacierzy [30-32]. Wykryto określony wzorzec różnie regulowanych genów.

Bächle i wsp. [33] porównywali wzrost osteoblastopodobnych komórek kostniakomięsaka (CAL 72) na ceramice cyrkonowej z różnymi modyfikacjami powierzchni oraz na powierzchniach tytanowych SLA. Po 3 dniach hodowli stwierdzili znamiennie niższe tempo proliferacji na obrabianej maszynowo powierzchni cyrkonowej. Po 6 i 12 dniach taka różnica była już niewykrywalna. Po 12 dniach obszary w pełni pokryte komórkami rzadziej znajdowali na powierzchniach cyrkonowych piaskowanych i wytrawianych kwasem, zaś wysokie tempo wzrostu obserwowali na powierzchniach polistyrenowych. Autorzy wywnioskowali, że na morfologię komórek i obszar pokryty komórkami nie wpływa znamiennie typ podłoża i że ceramika cyrkonowa o chropowatej powierzchni stanowi dobre podłoże dla proliferacji i rozprzestrzeniania się komórek osteoblastycznych.

Ostatnio Rothamel i wsp. [19] badali in vitro i in vivo biokompatybilność i osteointegrację implantów ze strukturyzowanej ceramiki cyrkonowej. Wzrost osteo-blastopodobnych komórek SAOS-2 był znamiennie lepszy na obrabianej maszynowo powierzchni cyrkonowej niż na piaskowanej powierzchni cyrkonowej i polerowanej powierzchni tytanowej. Autorzy podkreślili, że procesy obróbki i oczyszczania mogą wywierać wpływ na biokompatybilność chropowatych powierzchni cyrkonowych. Hoffmann i wsp. [34] w badaniu na królikach zaobserwowali histologicznie duży stopień przylegania kości do implantów cyrkonowych i tytanowych z porównywalnymi wynikami dla obu materiałów.

Wyniki naszego badania wykazały wzrost komórek i ekspresję charakterystycznych białek kostnych na wszystkich badanych powierzchniach. Obserwacje w skaningowym mikroskopie elektronowym wykazały odpowiedni stopień adhezji i rozprzestrzeniania się komórek zarówno na powierzchniach cyrkonowych, jak i tytanowych. Te wyniki implikują dużą biokompatybilność użytego materiału cyrkonowego. Zgodnie z wcześniejszymi obserwacjami [25, 35, 36] tempo proliferacji komórek było wyższe na gładszych powierzchniach cyrkonowych niż na bardziej chropowatych powierzchniach tytanowych, sugerując, że chropowatość powierzchni nie ma dodatkowego korzystnego wpływu na wzrost pierwotnych osteoblastów. Pozostaje to w sprzeczności z właściwościami powszechnie używanych linii komórkowych kostniakomięsaka MG63 [3, 27, 36].

Ponader i wsp. [35] donieśli o wyższym tempie wzrostu pierwotnych osteoblastów na gładkich niż na chropowatych powierzchniach tytanowych, nie wykryli natomiast wpływu chropowatości powierzchni na ekspresję genów osteogenezy. Zgodnie z tymi wynikami również w naszym badaniu nie zaobserwowano różnic w ekspresji białek osteoblastów na powierzchniach cyrkonowych albo tytanowych. Fillies i wsp. [25] wykazali zwiększoną syntezę specyficznych dla kości białek macierzy, podczas gdy inni badacze wykrywali zmniejszoną aktywność fosfatazy zasadowej w pierwotnych osteoblastach hodowanych na chropowatych powierzchniach [36]. Guizzardi i wsp. [37] nie wykryli żadnego wpływu topografii powierzchni na ekspresję charakterystycznych białek osteoblastów. Te sprzeczne wyniki podkreślają złożoność reakcji osteoblastów na skład i topografię powierzchni. Hao i wsp. wykazali, że zwiększona energia powierzchniowa bioceramiki cyrkonowej częściowo stabilizowanej tlenkiem magnezu (MgO-PSZ) po laseroterapii CO₂ wpłynęła na wyższy stopień wstępnej przyczepności komórek i pobudzenie wzrostu osteoblastów płodu ludzkiego (hFOB) [21, 38].

W przeciwieństwie do innych autorów [25, 36] w zaprezentowanym tu badaniu wykryliśmy zwiększoną przyczepność komórek do chropowatych powierzchni tytanowych w porównaniu z gładszymi powierzchniami cyrkonowymi. Cząsteczki zaangażowane w adhezję komórki to pozakomórkowe białka macierzy, receptory przezbłonowe i elementy cytoszkieletu wewnątrzkomórkowego [33]. Przyjmuje się, że ceramika cyrkonowa promuje mniej intensywną adsorpcję białek niż tytan, a zwłaszcza polistyren, a adsorpcja białek jest istotnym czynnikiem wpływającym na adhezję komórek do sztucznych powierzchni [19]. Wysoki stopień oddzielania się komórek od powierzchni cyrkonowych mógł być również kwestią topografii powierzchni, ponieważ powierzchnie cyrkonowe wykazywały mniej porów i nieregularności niż powierzchnie tytanowe, a osteoblasty preferują przyleganie do głębiej położonych obszarów [35]. Wskazane są dalsze badania eksplorujące złożoną naturę reakcji osteoblastów na skład i topografię powierzchni ceramiki cyrkonowej.

Wniosek

Publiowane badanie wykazało, że pierwotne osteoblasty bydlęce są zdolne do adhezji, proliferacji i różnicowania in vitro na zmodyfikowanych powierzchniach cyrkonowych, sugerując, że materiał ceramiczny może korzystnie wpływać na biokompatybilność i osteo-integrację implantów u ludzi.

Konflikt interesów

Wszyscy autorzy oświadczają, że nie zachodzi żaden konflikt interesów.

Wkład autorów

R.D. wysunęła oryginalną koncepcję badania, nadzorowała jego przebieg, przeprowadziła analizę statystyczną i interpretację danych, brała udział w analizowaniu i pisaniu kolejnych wersji pracy, w tym wersji ostatecznej. M.O., C.N., J.H., H.P.W., U.M. uczestniczyli w dyskusjach przed podjęciem badania, interpretacji danych, analizowaniu i pisaniu kolejnych wersji pracy, w tym wersji ostatecznej. H.Z. i N.R.K. uczestniczyli w pisaniu wstępnej i ostatecznej wersji artykułu. Wszyscy autorzy przeczytali i zatwierdzili wersję do druku.

Podziękowania

Badanie otrzymało wsparcie uniwersytetu w Düsseldorfie. Implanty zostały ofiarowane przez firmę Konus Dental Implants z Bingen.

Tłumaczenie

lek. med. Dorota Tukaj

„Head & Face Medicine” 2008, 4:29

Piśmiennictwo:

1. Puleo D.A., Thomas M.V.: Implant surfaces. „Dent Clin North Am” 2006, 50:323-38.

2. Meyer U., Buchter A., Wiesmann H.P. et al.: Basic reactions of osteoblasts on structured material surfaces. „Eur Cell Mater” 2005, 9:39-49.

3. Anselme K., Linez P., Bigerelle M. et al.: The relative influence of the topography and chemistry of TiAl6V4 surfaces on osteoblastic cell behaviour. „Biomaterials” 2000, 21:1567-77.

4. Deligianni D.D., Katsala N., Ladas S. et al.: Effect of surface roughness of the titanium alloy Ti-6Al-4V on human bone marrow cell response and on protein adsorption. „Biomaterials” 2001, 22:1241-51.

5. Piconi C., Maccauro G., Muratori F., Brach del Prever E.: Alumina and zirconia ceramics in joint replacements. „Journal of Applied Biomaterials & Biomechanics” 2003, 1:19-32.

6. Christel P., Meunier A., Dorlot J.M. et al.: Biomechanical compatibility and design of ceramic implants for orthopedic surgery. „Ann N Y Acad Sci” 1988, 523:234-56.

7. Meyenberg K.H., Luthy H., Scharer P.: Zirconia posts: a new all-ceramic concept for nonvital abutment teeth.
„J Esthet Dent” 1995, 7:73-80.

8. Kakehashi Y., Luthy H., Naef R. et al.: A new all-ceramic post and core system: clinical, technical, and in vitro results. „Int J Periodontics Restorative Dent” 1998, 18:586-93.

9. Tinschert J., Natt G., Mohrbotter N. et al.: Lifetime of alumina and zirconia ceramics used for crown and bridge restorations. „J Biomed Mater Res B Appl Biomater” 2007, 80:317-21.

10. Yildirim M., Edelhoff D., Hanisch O., Spiekermann H.: Ceramic abutments – a new era in achieving optimal esthetics in implant dentistry. „Int J Periodontics Restorative Dent” 2000, 20:81-91.

11. Schliephake H., Neukam F.W., Urban R.: Titanbelastung parenchymatöser Organe nach Insertion von Titanschraubenimplantaten. Erste Ergebnisse. „Z Zahnärztl Implantol” 1989, 5:180-184.

12. Tschernitschek H., Borchers L., Geurtsen W.: Nonalloyed titanium as a bioinert metal – a review. „Quintessence Int” 2005, 36:523-30.

13. Valentine-Thon E., Schiwara H.W.: Validity of MELISA for metal sensitivity testing. „Neuro Endocrinol Lett” 2003, 24:57-64.

14. Yamauchi R., Morita A., Tsuji T.: Pacemaker dermatitis from titanium. „Contact Dermatitis” 2000, 42:52-3.

15. Heydecke G., Kohal R., Glaser R.: Optimal esthetics in single-tooth replacement with the Re-Implant system: a case report. „Int J Prosthodont” 1999, 12:184-9.

16. Akagawa Y., Hosokawa R., Sato Y., Kamayama K.: Comparison between freestanding and tooth-connected partially stabilized zirconia implants after two years’ function in monkeys: a clinical and histologic study. „J Prosthet Dent” 1998, 80:551-8.

17. Akagawa Y., Ichikawa Y., Nikai H., Tsuru H.: Interface histology of unloaded and early loaded partially stabilized zirconia endosseous implant in initial bone healing. „J Prosthet Dent” 1993, 69:599-604.

18. Kohal R.J., Klaus G.: Eine vollkeramische Implantatversorgung als Einzelzahnersatz. „Zahnärztl Mitt” 2003, 16:1952-1956.

19. Rothamel D., Ferrari D. et al.: Biokompatibilität und Hartgewebsintegration einphasiger oberflächenstrukturierter Zirkoniumoxidimplantate – Eine kombinierte in-vitro- und in-vivo-Studie. „Implantologie” 2007, 15:405-414.

20. Pearce A.I., Richards R.G., Milz S. et al.: Animal models for implant biomaterial research in bone: a review. „Eur Cell Mater” 2007, 13:1-10.

21. Hao L., Lawrence J., Chian K.S.: Osteoblast cell adhesion on a laser modified zirconia based bioceramic. „J Mater Sci Mater Med” 2005, 16:719-26.

22. Jones D.B., Nolte H., Scholubbers J.G. et al.: Biochemical signal transduction of mechanical strain in osteoblast-like cells. „Biomaterials” 1991, 12:101-10.

23. Martin J.Y., Schwartz Z., Hummert T.W. et al.: Effect of titanium surface roughness on proliferation, differentiation, and protein synthesis of human osteoblast-like cells (MG63). „J Biomed Mater Res” 1995, 29:389-401.

24. Lincks J., Boyan B.D., Blanchard C.R. et al.: Response of MG63 osteoblast-like cells to titanium and titanium alloy is dependent on surface roughness and composition. „Biomaterials” 1998, 19:2219-32.

25. Fillies T., Wiesmann H.P., Sommer D. et al.: Osteoblast reaction on SLA and microgrooved implant surfaces. „Mund Kiefer Gesichtschir” 2005, 9:24-8.

26. Boyan B.D., Batzer R., Kieswetter K. et al.: Titanium surface roughness alters responsiveness of MG63 osteoblast-like cells to 1 alpha,25-(OH)2D3. „J Biomed Mater Res” 1998, 39:77-85.

27. Kieswetter K., Schwartz Z., Hummert T.W. et al.: Surface roughness modulates the local production of growth factors and cytokines by osteoblast-like MG-63 cells. „J Biomed Mater Res” 1996, 32:55-63.

28. Ko H.C., Han J.S., Bachle M. et al.: Initial osteoblast-like cell response to pure titanium and zirconia/alumina ceramics. „Dent Mater” 2007, 23:1349-55.

29. Aldini N.N., Fini M., Giavaresi G. et al.: Improvement in zirconia osseointegration by means of a biological glass coating: An in vitro and in vivo investigation. „J Biomed Mater Res” 2002, 61:282-9.

30. Sollazzo V., Palmieri A., Pezzetti F. et al.: Genetic effect of zirconium oxide coating on osteoblast-like cells. „J Biomed Mater Res B Appl Biomater” 2008, 84:550-8.

31. Palmieri A., Pezzetti F., Brunelli G. et al.: Short-period Effects of Zirconia and Titanium on Osteoblast MicroRNAs. „Clin Implant Dent Relat Res” 2008.

32. Palmieri A., Pezzetti F., Brunelli G. et al.: Zirconium oxide regulates RNA interfering of osteoblast-like cells. „J Mater Sci Mater Med” 2008.

33. Bachle M., Butz F., Hubner U. et al.: Behavior of CAL72 osteoblast-like cells cultured on zirconia ceramics with different surface topographies. „Clin Oral Implants Res” 2007, 18:53-9.

34. Hoffmann O., Angelov N., Gallez F. et al.: The zirconia implant-bone interface: a preliminary histologic evaluation in rabbits. „Int J Oral Maxillofac Implants” 2008, 23:691-5.

35. Ponader S., Vairaktaris E., Heinl P. et al.: Effects of topographical surface modifications of electron beam melted Ti-6Al-4V titanium on human fetal osteoblasts. „J Biomed Mater Res A” 2007, 84 (4):1111-1119.

36. Lohmann C.H., Bonewald L.F., Sisk M.A. et al.: Maturation state determines the response of osteogenic cells to surface roughness and 1,25-dihydroxyvitamin D3. „J Bone Miner Res” 2000, 15:1169-80.

37. Guizzardi S., Galli C., Martini D. et al.: Different titanium surface treatment influences human mandibular osteoblast response. „J Periodontol” 2004, 75:273-82.

38. Hao L., Lawrence J., Chian K.S.: Effects of CO₂ laser irradiation on the surface properties of magnesia-partially stabilised zirconia (MgO-PSZ) bioceramic and the subsequent improvements in human osteoblast cell adhesion.
„J Biomater Appl” 2004, 19:81-105.

Behavior of osteoblastic cells cultured on titanium and structured zirconia surfaces

Autorzy:

Rita Depprich¹, Michelle Ommerborn², Holger Zipprich³, Christian Naujoks¹, Jörg Handschel¹ Hans-Peter Wiesmann⁴, Norbert R. Kübler¹, Ulrich Meyer¹

¹ Klinika Chirurgii Szczękowo-Twarzowej, Uniwersytet im. Heinricha Heinego w Düsseldorfie (Niemcy)

² Klinika Stomatologii Zabiegowej i Zachowawczej z Endodoncją, Uniwersytet im. Heinricha Heinego w Düsseldorfie (Niemcy)

³ Klinika Protetyki Stomatologicznej, Dział Inżynierii Materiałowej, Uniwersytet im. Johanna Wolfganga Goethego we Frankfurcie (Niemcy)

⁴ Klinika Chirurgii Szczękowo-Twarzowej, Westfalski Uniwersytet Wilhelma w Münster (Niemcy)

Streszczenie:
Osteointegracja jest czynnikiem decydującym o długofalowym powodzeniu implantów zębowych, zależnym od reakcji tkankowych na styku tkanka-implant. Właściwości mechaniczne i biokompatybilność czynią dwutlenek cyrkonu odpowiednim materiałem na implanty, choć obróbka ich powierzchni wciąż stwarza problemy. Celem tego badania było porównanie zachowania się osteoblastów na modyfikowanych powierzchniach cyrkonowych i tytanowych w warunkach standaryzowanych.

Summary:

Osseointegration is crucial for the long-term success of dental implants and depends on the tissue reaction at the tissue-implant interface. Mechanical properties and biocompatibility make zirconia a suitable material for dental implants, although surface processings are still problematic. The aim of the present study was to compare osteoblast behavior on structured zirconia and titanium surfaces under standardized conditions.